Maklumat

Mengapa saya tidak boleh membersihkan slaid mikroskop dengan tuala kertas?

Mengapa saya tidak boleh membersihkan slaid mikroskop dengan tuala kertas?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Saya baru-baru ini membeli mikroskop dan melihat banyak bakteria dan sejenisnya, dan dengan cepat kehabisan slaid yang bersih. Saya telah melihat video dan artikel yang mengatakan bagaimana anda tidak sepatutnya membersihkan slaid mikroskop dengan tuala kertas dan sebaliknya menggunakan pembersih ultrasonik. Saya tidak mempunyai akses kepada pembersih ultrasonik, jadi saya tertanya-tanya apa yang salah dengan membersihkannya dengan tuala kertas?

Juga jika ada yang mengetahui ada larutan cair yang baik untuk membersihkan slaid, maklumat akan dihargai.


Sebab utama untuk mengelakkan tuala kertas, tisu, dan lain-lain adalah kerana mereka membuang serat (serat kertas) yang akan ditinggalkan di slaid anda dan akhirnya mengganggu persiapan anda. Mereka kelihatan kecil dengan mata kasar, tetapi tidak kecil berbanding dengan persediaan pada slaid anda.

Isu lain dengan tuala kertas dan lain-lain ialah mungkin terdapat beberapa zarahan dalam kertas yang cukup sukar untuk mencalarkan salutan kaca atau optik. Ini lebih merupakan isu untuk optik - terutamanya yang bersalut - daripada slaid mikroskop murah, tetapi ia adalah sesuatu yang perlu dipertimbangkan.

Sekiranya anda tidak memasang persediaan tetap, maka pembersihan ultrasonik mungkin sedikit berlebihan - walaupun saya mempunyai lebihan sonikator dan ia melakukan pekerjaan yang baik dalam banyak tugas. Secara amnya cukup untuk membilas slaid dengan air suling atau deionisasi dan kemudian menindaklanjuti dengan alkohol (bersih). Penulen optik akan mengatakan metanol gred spektroskopi, tetapi untuk kegunaan rumah, mana-mana MeOH, EtOH atau iPrOH yang munasabah tulen mungkin akan dilakukan. Kebimbangan utama, sekali lagi, adalah meninggalkan zarah atau sisa. Anda boleh membenarkan slaid kering jika anda menggunakan alkohol tulen, atau gunakan sekeping tisu kanta (tisu kertas bebas lin) untuk membantu ia kering dengan lebih cepat. Saya juga telah menggunakan Kimwipes dalam secubit, tetapi ia tidak benar-benar bebas serat jadi tidak sesuai. Mereka masih jauh lebih baik daripada tisu atau tuala kertas.


Dalam Biologi, mikroskop cahaya kompaun adalah alat yang berguna untuk mengkaji spesimen kecil yang tidak dapat dilihat dengan mata kasar. Mikroskop menggunakan cahaya terang untuk menerangi spesimen dan memberikan gambar terbalik pada pembesaran dan resolusi tinggi. Terdapat dua lensa yang memperbesar gambar spesimen & ndash lensa objektif pada bahagian hidung dan kanta okular (atau cermin mata). Untuk menentukan pembesaran total daripada spesimen, anda mesti mendarabkan pembesaran kanta objektif dengan pembesaran kanta okular.

Para saintis dan juruteknik sering menggunakan mikroskop cahaya untuk mengkaji sel. sel prokariotik adalah sangat mudah dan kekurangan a inti atau membran yang terikat organel dan bersaiz kecil. Selain itu, sel eukariotik adalah lebih rumit kerana ia mengandungi nukleus dan banyak organel khusus. Struktur sel menentukan fungsinya, oleh itu, setiap sel eukariotik kelihatan sangat berbeza dari yang seterusnya. Inilah sebabnya mengapa sel jantung kelihatan berbeza sama sekali daripada a neuron (sel otak).

Adalah sangat penting untuk belajar mengendalikan dan menggunakan mikroskop dengan betul. Kaji peraturan dan petua berikut untuk menggunakan dan mengendalikan mikroskop anda.

Rajah 1. Bahagian berlabel mikroskop.

Peraturan umum

  • Sentiasa MULAI dan TAMAT dengan lensa kuasa rendah semasa memakai ATAU menanggalkan slaid.
  • Jangan sekali-kali membelokkan bahagian hidung dengan kanta objektif.
  • Jangan sampai bahagian mikroskop basah - terutamanya lensa pentas dan objektif.
  • Gunakan sahaja kertas kanta untuk membersihkan kanta mikroskop.

Membersihkan Mikroskop

Sekiranya diperlukan, dapatkan sebilangan kecil kertas lensa (dan HANYA kertas lensa) dan lap perlahan lensa mikroskop tepat, mengikut urutan ini:

  1. permukaan bawah semua kanta objektif
  2. kanta okular
  3. kanta pemeluwap dan perumah cahaya

Mencuci Slaid Baru

Letakkan setetes kecil larutan pembersih pada setiap slaid mikroskop. Ini boleh menjadi cecair pencuci pinggan, atau boleh menjadi penyelesaian pembersih slaid yang lebih khusus, seperti larutan etil alkohol.

Sapukan sabun secara seragam pada kedua-dua belah kaca dengan sesuatu yang tidak akan mencalarkan gelongsor, seperti tuala mikrofiber tanpa serat.

Bilas slaid dengan bersih menggunakan air suam yang mengalir. Teruskan sehingga semua cecair pembersih hilang, termasuk sebarang buih tambahan yang muncul.

Lapkan slaid dengan tuala kertas sehingga ia kering. Sebagai alternatif, anda boleh mengeringkan slaid dengan tuala mikrofiber. Pastikan tuala yang anda gunakan bersih untuk setiap slaid baharu. Anda mungkin perlu beralih ke tuala baru selepas sebilangan slaid.

Letakkan setiap slaid selesai kembali ke dalam slaid. Setiap kotak biasanya membawa 25 slaid. Pastikan setiap slaid masuk ke tempatnya yang sepatutnya. Sekiranya anda mencuba memuatkan casing dengan lebih banyak slaid daripada yang diperlukan, slaid boleh saling bertentangan dan retak.


Penyediaan Slaid Mikroskop

Objek yang diperbesarkan di bawah mikroskop majmuk dipasang pada slaid mikroskop. Diperbuat daripada kaca atau plastik, slaid adalah kira-kira 1x3 inci dan antara 1mm-1.2 mm tebal.

Pelbagai kaedah penyediaan memungkinkan untuk melihat objek organik dan organik secara lebih maju.

Gaya Rata dan Cekung

Slaid mikroskop yang paling asas ialah sekeping kaca kapur soda segi empat tepat rata, kaca penutup borosilikat atau plastik, dengan tepi tanah.

Semua sudut tajam 90 darjah dan, bersama dengan tepi luar yang kasar, boleh menyebabkan luka jari kecil jika tidak ditangani dengan berhati-hati.

Bahagian atas dan / atau tepi slaid boleh dibekukan, memungkinkan penandaan mudah untuk pengenalan sampel dan / atau orientasi. Fros terukir menyimpan semua tanda pen dengan selamat dari sampel dan pilihan warna fros menyediakan cara pengkategorian tambahan.

Sudut keselamatan yang bulat untuk mengelakkan pemotongan yang tidak disengajakan serta tepi yang miring dengan sudut yang terpotong yang sesuai untuk sampel darah adalah pilihan yang tersedia untuk slaid generik dan fros.

Slaid mikroskop cekung mengandungi satu atau lebih permukaan yang sesuai untuk larutan cair dan spesimen yang lebih besar. Slaid mikroskop yang lebih mahal ini boleh digunakan tanpa penutup.

Sesetengah pengeluar menghasilkan ruang plastik dengan bilangan slaid yang telah ditetapkan dengan penutup.

Sumur atau termos yang diisi akan dilihat dengan cepat tanpa menyiapkan atau memotong slaid individu ke tahap mikroskop, menjadikannya sangat berguna dalam kajian sedimen, seperti analisis air kencing di samping itu, beberapa reka bentuk dulang boleh diletakkan di dalam inkubator atau peti sejuk, memungkinkan untuk kajian sampel kultur.

Ciri-ciri tambahan

Sesetengah sel dan tisu tidak boleh melekat pada permukaan kaca biasa dan memerlukan cas positif atau pengubahsuaian permukaan.

Menjimatkan masa dan wang, slaid bercas elektrostatik adalah pilihan yang popular bagi penyelidik histologi, sitologi dan patologi.

Permukaan yang dirawat dengan reagen biologi boleh membuat gelongsor kalis air, tahan terhadap bahan kimia tertentu dan mengurangkan kejadian pencemaran silang.

Variasi tambahan pada slaid mikroskop termasuk:

Sistem grid terukir atau graticule

  • Membolehkan penyelidik memantau dan berkomunikasi bidang yang diminati
  • Membantu dalam lakaran tangan
  • Membantu merancang geografi
  • Menganggar ukuran dan skala
  • Perbandingan sebelah menyebelah, termasuk sampel untuk dikawal
  • Mengurangkan risiko pencemaran silang
  • Pengganti kaca yang jarang digunakan
  • Kurang terdedah kepada habuk, calar
  • Mencegah silau

Slip Penutup

Hampir selalu terbuat dari kaca borosilikat atau silikat, penutup penutup memegang sampel di tempat dan melindunginya dari pergerakan dan pencemaran yang tidak disengajakan.

Ia juga melindungi mikroskop, mencegah kontak langsung antara sampel dan lensa serta kebocoran persediaan berasaskan air secara tidak sengaja.

Kaca penutup nipis dan telus biasanya berbentuk segi empat dan boleh didapati dalam jenis Nombor 1 dan Nombor 2.

Sesuai untuk persediaan mikroskopi resolusi tinggi dan rendaman minyak, penutup Nombor 1 setebal 0,13 -17mm. Nombor 2 penutup, .17-.25 mm, direka untuk tujuan umum.

Ciri yang kurang kerap termasuk bentuk segi empat tepat, bahan alternatif seperti kuarza dan jenis plastik tertentu, garisan atau grid terukir dan ketebalan tambahan.

Sekiranya tidak membuat slaid kekal dengan gam dan / atau sealant, penutup penutup boleh dikeluarkan dan disterilkan untuk beberapa kali penggunaan semula.

Teknik Penyediaan: Lekap Kering, Lekap Basah, Skuasy, Mewarna

Kaedah utama meletakkan sampel pada slaid mikroskop ialah pelekap basah, pelekap kering, calitan, labu dan pewarnaan.

Lekapan kering adalah teknik paling asas: hanya letakkan bahagian yang dihiris nipis di tengah-tengah slaid dan letakkan slip penutup di atas sampel.

Lekapan kering sesuai untuk memerhati rambut, bulu, zarah bawaan udara seperti debunga dan habuk serta bahan mati seperti serangga dan kaki kutu daun atau antena. Spesimen buram memerlukan kepingan yang sangat halus untuk pencahayaan yang mencukupi.

Oleh kerana ia digunakan untuk bahan organik dan mati, pelekap kering secara teorinya dapat bertahan selama-lamanya.

Digunakan untuk sampel akuatik, organisma hidup dan pemerhatian semula jadi, pelekap basah menggantung spesimen dalam cecair seperti air, air garam, gliserin dan minyak rendaman. Pemasangan basah memerlukan cecair, pinset, pipet dan tuala kertas.

  • Letakkan setitik cecair di tengah-tengah slaid
  • Letakkan sampel pada cecair, menggunakan pinset
  • Pada sudut, letakkan satu sisi slip penutup terhadap gelongsor yang membuat sentuhan dengan tepi luar titisan cecair
  • Turunkan penutup dengan perlahan, mengelakkan gelembung udara
  • Keluarkan lebihan air dengan tuala kertas

Walaupun pelekap basah boleh digunakan untuk menyediakan pelbagai jenis slaid mikroskop yang ketara, ia menyediakan tingkap sementara kerana cecair akan dehidrasi dan spesimen hidup akan mati.

Organisma seperti protozoa hanya boleh hidup selama 30 minit di bawah gelongsor pelekap basah yang menyapu jeli petroleum pada tepi luar slip penutup menghasilkan pengedap yang boleh memanjangkan hayat gelongsor sehingga beberapa hari.

Sebagai tambahan, protozoa yang lebih besar seperti paramecium mungkin terlalu besar dan / atau bergerak terlalu cepat di bawah pelat basah.

Dalam keadaan seperti ini, menambahkan kepingan kaca penutup ke dalam air sebelum lapisan slip akan memberi ruang tambahan dan bahan kimia atau helai kapas dapat ditambahkan untuk memperlambat pergerakan paramecium, amoeba dan ciliates.

Slaid smear memerlukan dua atau lebih slaid rata, rata, slip penutup, pipet dan kertas tisu:

  • Pipa sampel cecair seperti darah atau lendir ke slaid
  • Dengan menggunakan tepi slaid kedua, perlahan-lahan lekapkan sampel sehingga menghasilkan lapisan nipis dan rata
  • Letakkan slip penutup di atas sampel, berhati-hati agar tidak memerangkap gelembung udara
  • Keluarkan cecair berlebihan

Sebaik-baiknya, smear kering secara semula jadi dalam persekitaran suhu sederhana dan stabil.

Sudut slaid smear menentukan panjang smear sudut yang lebih curam menghasilkan smear yang lebih pendek. Untuk sampel seperti darah, mulakan dengan memasukkan slaid pelekap ke dalam sampel dan kemudian tolak slaid, menarik darah ke arah yang bertentangan untuk membuat lapisan licin.

Slaid yang lebih tebal dapat dibuat dengan dua tetes, tetapi hanya dengan darah mamalia kerana eritrosit kekurangan inti yang memungkinkan sel dikumpulkan dalam beberapa lapisan.

Baca lebih lanjut mengenai Calitan Darah - proses dan teknik, kemungkinan kehadiran artifak

Direka bentuk untuk sampel lembut, slaid skuasy bermula dengan menyediakan tisu kanta letak pelekap basah di atas kaca penutup perlahan-lahan tekan ke bawah, berhati-hati agar tidak memusnahkan sampel atau memecahkan kaca penutup, dan skuasy sampel mengeluarkan air yang berlebihan.

Terdapat pelbagai kaedah untuk mengecat slaid mikroskop, termasuk noda sel yang tidak hidup atau in vitro dari sel yang tidak hidup dan noda yang hidup atau in vivo pada tisu hidup. Pewarnaan memberikan kontras melalui warna yang mendedahkan butiran struktur yang tidak dapat dikesan dalam penyediaan slaid lain.

Penyelesaian pewarnaan seperti iodin, metilena biru dan kristal ungu dapat ditambahkan ke tempat basah atau kering.

  • Tambah setitik larutan pewarna pada tepi satu sisi slip penutup
  • Letakkan tepi tuala kertas di hujung yang bertentangan
  • Biarkan pewarna ditarik melintasi spesimen

Noda sangat berguna dalam bidang histologi, virologi dan patologi, yang membolehkan para penyelidik mengkaji dan mendiagnosis penyakit, mengenal pasti gram positif dan bakteria negatif serta memeriksa sifat terperinci dari pelbagai sel.

Slaid yang Disediakan

Sangat berguna untuk tujuan pendidikan dan bagi mereka yang tidak mahu melakukan proses yang sukar untuk mencipta slaid, slaid mikroskop yang disediakan tersedia dalam semua bidang sains, termasuk:


Mengapa saya tidak perlu membersihkan slaid mikroskop dengan tuala kertas? - Biologi

Mikroskop sering mewakili pelaburan dana yang besar dan merupakan instrumen optik canggih yang memerlukan penyelenggaraan dan pembersihan berkala untuk menjamin pengeluaran gambar kontras tinggi yang setara dengan kualiti komponen optik, elektronik, dan mekanikal. Apabila diabaikan oleh pendedahan kepada habuk, serabut, debunga dan kotoran, kegagalan untuk mengeluarkan minyak rendaman tepat pada masanya, atau apabila objektif yang mahal disalahgunakan, prestasi optik boleh mengalami penurunan serius yang meningkat dari semasa ke semasa.

Mikroskop yang tidak digunakan untuk jangka masa yang panjang dapat mengumpulkan habuk dan serpihan dari udara (keadaan yang hanya diperburuk dengan membiarkan instrumen tidak ditutup), yang dapat menyebabkan kemerosotan kualiti gambar walaupun instrumennya mungkin baru. Penggunaan yang betul dan penyelenggaraan tetap komponen mekanikal mikroskop adalah sama penting untuk mengelakkan kemerosotan operasi dan akhirnya kerosakan kepada keseluruhan integriti mekanikal instrumen. Sarung instrumen terbaik dirancang untuk memberikan perlindungan maksimum dari bahan cemar udara untuk jenis mikroskop tertentu, kerana biasanya dikonfigurasi dengan lampiran biasa (lihat Gambar 1). Walaupun dilindungi dengan berhati-hati untuk perlindungan semasa tempoh tidak aktif, mikroskop yang digunakan secara kerap tertakluk kepada pengumpulan bahan cemar. Sebahagian daripada ini tidak dapat dielakkan diperkenalkan dari persekitaran dan yang lain oleh ahli mikroskop sendiri, terutamanya di kawasan di mana tangan, bulu mata, dan juga kelembapan daripada pernafasan menyentuh instrumen dari semasa ke semasa.

Noda seperti debu, serat, dan noda pada komponen optik, serta calar, lubang jarum, dan batang pada lensa, penapis, prisma, cermin, dan pelat muka sensor gambar, cenderung merosot keseluruhan prestasi mikroskop. Elemen hadapan objektif yang digambarkan dalam Gambar 2 menunjukkan pelbagai pencemaran partikulat, serta calar teruk yang serius menurunkan prestasinya. Apabila elemen optik di atau dekat bidang medan konjugat (gambar) kotor, rosak, atau cacat, artifak cenderung muncul dalam fokus tajam yang ditumpangkan pada gambar spesimen. Ironinya, semakin tinggi kualiti komponen optik, seperti kondensor dan lensa pengumpul dan relay, semakin banyak cacat ini mengganggu dan menyumbang kepada bunyi optik.

Selepas sumber hingar optik disetempatkan kepada komponen tertentu (dengan memusing atau mengalih komponen yang disyaki secara bergilir-gilir), kotoran boleh dibuang melalui pelbagai prosedur yang dibincangkan secara terperinci dalam perenggan berikutnya. Penggunaan minyak rendaman adalah penting dalam memaksimumkan prestasi optik mikroskop, tetapi penggunaannya yang tidak wajar atau kegagalan untuk segera mengeluarkan minyak selepas setiap penggunaan merupakan bahan cemar paling serius yang mesti ditangani dalam penyelenggaraan instrumen. Oleh kerana minyak rendaman adalah bahan yang diketahui sengaja digunakan pada mikroskop untuk meningkatkan prestasi optik, pembersihannya dibincangkan secara berasingan dari penyingkiran serpihan lain yang secara tidak sengaja terkumpul pada komponen mikroskop mekanikal atau optik.

Penyingkiran Rutin Zarah Longgar

Sekiranya mikroskop telah terbiar dan terbongkar untuk jangka masa yang panjang, sejumlah besar pengumpulan serpihan mungkin berlaku. Dalam persekitaran makmal biasa, sejumlah besar bahan partikulat dapat dilihat terkumpul pada objektif atau komponen lain yang dibiarkan tidak ditemukan di bangku simpanan untuk jangka waktu yang singkat, seperti semalam. Oleh kerana serpihan sedemikian selalunya sangat melelas, ia mesti dikeluarkan dari bingkai mikroskop dan bahagian mekanikal dengan berhati-hati, menggunakan pembersih vakum kecil atau dengan menyapu dengan tuala kertas lembap. Kotoran yang tidak melekat boleh dikeluarkan dari permukaan kanta yang kurang halus dengan memberus lembut menggunakan berus bulu unta yang bersih. Gambar 3 menggambarkan dua alat pembersih asas yang biasa digunakan dalam mikroskopi. Sebagai alternatif, peniup udara atau pembersih gas termampat dapat digunakan, tetapi harus dipastikan bahawa tidak ada minyak atau semburan serupa yang dilepaskan dari kaleng gas termampat.

Beberapa pengeluar menghasilkan silinder gas termampat bebas minyak yang sesuai untuk membersihkan permukaan kaca jika langkah berjaga-jaga yang sesuai dipatuhi (lihat Rajah 4). Tin mudah alih kecil gas termampat sama sekali tidak boleh dihujung atau digoncang semasa menyembur untuk mengelakkan pelepasan bahan dorong cecair sejuk. Walaupun sukar untuk menolak kecenderungan hampir refleks untuk mengeluarkan habuk melalui mulut apabila diperhatikan pada lensa dan kawasan mikroskop lain, ini harus dielakkan. Seseorang tidak boleh cuba meniup habuk dari permukaan kanta dengan nafas yang kuat kerana berbuat demikian berisiko menyembur permukaan kanta dengan titisan air liur yang boleh bercampur dengan kotoran untuk menghasilkan buburan yang melelas. Protokol pembersihan yang disengajakan dan sistematik disyorkan untuk menghilangkan pencemaran secara menyeluruh, dan teknik yang sesuai diperincikan di bahagian berikut. Walaupun sering disarankan agar jadwal pemeliharaan rutin diikuti pada selang waktu berkala, keperluan untuk membersihkan ditentukan oleh penggunaan alat dan oleh keberkesanan langkah-langkah pencegahan yang diambil untuk mengelakkan penumpukan serpihan. Komponen halus hanya boleh dibersihkan apabila perlu, kerana kebanyakan calar dan kerosakan lain pada permukaan optik disebabkan oleh percubaan yang tidak betul untuk membersihkannya.

Penggunaan dan Penyingkiran Minyak Rendaman yang Betul

Mengikuti prosedur yang betul dalam penggunaan minyak rendaman akan memudahkan tugas mengeluarkan minyak dari komponen mikroskop sebelum menyebabkan kerosakan. Penting untuk diketahui bahawa minyak rendaman tidak lengai berkaitan dengan komponen mikroskop optik atau mekanik, dan jika dibiarkan bersentuhan dengan instrumen, minyak akan meresap ke roda gigi dan mekanisme gelongsor dan ke celah antara elemen lensa dan struktur pelekapnya, dengan berpotensi menyebabkan kerosakan yang tidak dapat dipulihkan. Walaupun digunakan dengan betul, minyak rendaman mesti dikeluarkan serta-merta selepas digunakan untuk mengelakkan pengumpulannya di kawasan mikroskop yang tidak diingini, serta untuk mengelakkan degradasi optik daripada sisa minyak kering pada objektif. Minyak yang telah disimpan selama lebih dari satu atau dua tahun mungkin tidak berfungsi secara optik sama dengan minyak segar, dan kemungkinan peningkatan kelikatan sering menjadikannya lebih sukar untuk dikeluarkan. Oleh itu, bekas minyak rendaman harus dilabel dengan tarikh diterima, dan dibuang bila perlu.

Penggunaan penuh apertur numerik sistem optik mikroskop apabila objektif rendaman digunakan memerlukan teknik minyak berganda di mana minyak rendaman digunakan pada permukaan atas dan bawah slaid spesimen.Menempatkan minyak rendaman di jurang antara objektif dan slaid dan antara kondensor dan slaid menyediakan media optik homogen dari kondensor, melalui spesimen (dalam media pemasangan yang sesuai), dan ke objektif. Walaupun kelikatan minyak rendaman meminimumkan sebarang migrasi segera ke lokasi yang tidak diingini, jika tidak dikeluarkan dengan segera dan dibiarkan terkumpul, kesan daya graviti dan kapilari akhirnya akan mengakibatkan minyak bergerak ke bahagian mekanisme bawah tanah dan mikroskop, dan mungkin juga objektif. Pengumpulan ini mungkin tidak dapat dilihat dengan mudah, dan tidak dapat diperhatikan sehingga masalah mekanikal atau optik menjadi cukup parah sehingga memerlukan servis oleh kemudahan pembaikan mikroskop.

Penggunaan minyak rendaman yang betul memerlukan meletakkan satu titisan pada permukaan kanta atas pemeluwap subperingkat dan satu lagi titisan pada bahagian atas slaid spesimen. Kondensor kemudian dinaikkan sehingga titik minyak menyentuh permukaan bawah slaid, dan lensa depan objektif bersentuhan dengan titisan minyak di atas slaid. Perlu ditegaskan bahawa teknik rendaman minyak hanya untuk digunakan dengan pemeluwap yang dilengkapi dengan kanta atas jenis rendaman, dan dengan objektif rendaman. Sebarang percubaan untuk meningkatkan prestasi objektif kering melalui penggunaan minyak rendaman berkemungkinan akan mengakibatkan kemusnahannya, kerana objektif tersebut dioptimumkan secara optikal untuk digunakan dalam udara, dan tidak dimeterai terhadap pencerobohan cecair ke dalam tong kanta.

Selepas setiap spesimen telah dikaji, minyak rendaman harus dikeluarkan sepenuhnya, walaupun slaid tambahan akan diperhatikan. Walaupun nampaknya suai manfaat untuk menambah titisan minyak tambahan apabila menukar kepada spesimen seterusnya, amalan ini mengakibatkan lebihan minyak terkumpul pada mikroskop, yang akhirnya akan menemui jalan ke lokasi yang merosakkan dalam pemasangan subperingkat dan juga dirian mikroskop. Hanya setitik minyak pada setiap antara muka spesimen-optik boleh ditampung tanpa menghasilkan pencemaran yang mungkin mustahil untuk dikeluarkan tanpa pembongkaran kompleks atau servis kilang instrumen.

Minyak rendaman dikeluarkan dengan selamat hanya menggunakan tisu lensa, tanpa menggunakan pelarut. Selepas mengalihkan pentas dari objektif, dan menurunkan pemeluwap jauh dari slaid, slaid boleh dikeluarkan dari pentas dan diketepikan untuk pembersihan seterusnya. Dengan kebanyakan mikroskop, objektif yang memerlukan pembersihan paling mudah dicapai dengan mengayunkan turet kanta untuk meletakkan objektif ke arah hadapan mikroskop. Kertas pembersih kanta yang khusus untuk digunakan pada optik berkualiti tinggi mesti digunakan, dan ia harus disimpan dalam bekas bertutup untuk mengelakkan pencemaran dengan zarah bawaan udara. Sekeping tisu lensa yang dilipat ditarik melintasi kanta depan objektif untuk menyerap minyak, dan diulang dengan kawasan tisu yang baru. Pengelapan lembut pada permukaan kanta ini harus diulang, dengan seberapa banyak tisu yang diperlukan, sehingga tiada kesan minyak kelihatan pada tisu, dan setiap tisu dibuang serta-merta untuk mengelakkan penggunaan semula tisu tercemar secara tidak sengaja pada objektif. Tisu yang dilipat boleh ditahan di bawah ketegangan ringan dengan dua tangan sambil mengelap, atau menarik lensa seperti swab kertas.

Tekanan langsung dari jari tidak boleh dikenakan pada permukaan lensa kaca melalui kertas untuk mengurangkan kemungkinan menggaru lensa jika ada partikulat yang terdapat pada tisu. Perlu ditekankan bahawa menggunakan beberapa tisu kanta segar adalah penting untuk menjayakan prosedur ini, dan kecenderungan semula jadi untuk meminimumkan "sisa" pastinya ekonomi tersalah arah memandangkan kos relatif tisu kanta berbanding dengan potensi merosakkan objektif yang mahal. . Sekiranya 20 tisu diperlukan untuk membersihkan komponen optik, maka banyak tisu harus digunakan dan dibuang tanpa ragu-ragu.

Apabila tidak ada bekas sisa minyak rendaman pada kertas tisu akhir, tisu lain harus digunakan untuk mengelap lensa dengan kelembapan dari nafas. Seperti yang diperingatkan sebelumnya, seseorang tidak boleh meniup bibir tertutup ke lensa, tetapi harus menghirupnya dengan lembut dengan mulut terbuka, sehingga tidak ada tetesan air liur yang dikeluarkan. Jika boleh, mulut hendaklah diletakkan di bawah paras objektif untuk mengurangkan lagi kemungkinan titisan mendarat pada kanta. Dengan lembapan yang terpeluwap daripada nafas sebagai pelincir dan pelarut, sekeping tisu kanta yang segar digunakan untuk mengelap permukaan kanta dalam gerakan membulat. Kaedah yang berkesan untuk menyiapkan kertas lensa untuk pembersihan ini adalah dengan melipat keempat-empat sudut sehelai tisu bersama-sama, sehingga pusat tisu yang tidak tersentuh menonjol keluar. Sudut boleh dipintal sedikit untuk membentuk batang untuk mengendalikan tisu. Apabila tisu dipegang oleh batang ini, dan mengelap dilakukan dengan pusat tisu yang mengembang, daya yang boleh digunakan pada objektif adalah terhad oleh kelembutan tisu. Gerakan mengelap bulat boleh digunakan dengan cara ini, dengan daya langsung yang sangat sedikit pada permukaan kanta.

Prosedur bernafas dan mengelap kanta depan objektif harus diulang beberapa kali dengan tisu baru setiap kali. Dengan objektif pembesaran tinggi, dengan elemen lensa depan yang sangat kecil, kertas lensa dapat dipintal menjadi titik yang lebih tajam jika perlu, berhati-hati agar tidak menyentuh bahagian tisu yang dikenakan pada lensa. Kesan spring pada kertas masih dapat dimanfaatkan untuk mengehadkan daya yang dapat digunakan pada permukaan lensa semasa membersihkan. Penyingkiran minyak rendaman tanpa melepaskan objektif dari mikroskop menganggap bahawa struktur instrumen tidak menyekat akses kepada objektif. Dalam kes terakhir, objektif mesti dikeluarkan dengan hati-hati dari bahagian hidung dan diletakkan di permukaan terlindung yang sesuai di bangku makmal untuk dibersihkan. Dalam apa jua keadaan, objektif yang kerap digunakan harus dialih keluar (satu demi satu) untuk pembersihan menyeluruh pada selang masa berkala. Ini memungkinkan masing-masing diperiksa dengan lebih hati-hati, seperti yang dijelaskan di bahagian berikut, untuk tanda-tanda jenis pencemaran terkumpul. Rajah 5 menunjukkan pembersihan dan pemeriksaan objektif yang telah dikeluarkan daripada mikroskop. Elemen hadapan kecil objektif boleh dibersihkan dengan berkesan dengan tisu yang dibentuk menjadi titik (Rajah 5(a)), dan keberkesanan pembersihan dinilai di bawah pembesaran menggunakan loupe atau okular terbalik (Rajah 5(b)).

Sebaik-baiknya, penyingkiran minyak rendaman daripada objektif berjaya dicapai hanya melalui penggunaan mekanikal tisu kanta, dan prosedur yang serupa kemudiannya digunakan pada kanta atas pemeluwap. Mungkin berfaedah untuk menanggalkan kanta atas pemeluwap untuk memudahkan pembersihan, terutamanya jika menanggalkannya meminimumkan kemungkinan penyebaran minyak ke bahagian lain badan pemeluwap. Prosedur yang diterangkan untuk membersihkan bahagian hadapan objektif hendaklah diulang dengan kanta pemeluwap yang disapu minyak, dan badan pemeluwap diperiksa untuk sebarang minyak sesat, yang mesti dikeluarkan. Setelah membersihkan optik, minyak rendaman harus dibersihkan dari kedua permukaan slaid spesimen menggunakan tisu makmal (jenama seperti Kimwipes atau Micro-Wipes). Ia tidak perlu menggunakan tisu kanta untuk mengeluarkan minyak dari kawasan yang lebih besar seperti slaid spesimen, atau dari bahagian lain tapak mikroskop atau dirian. Semua kawasan sedemikian pada instrumen harus diperiksa secara rutin untuk sebarang kesan minyak rendaman, yang jika dijumpai, boleh dikeluarkan dengan tuala makmal atau kain kapas lembut.

Mikroskop terbalik (kultur tisu) menimbulkan masalah khusus berkenaan dengan penggunaan objektif rendaman minyak kerana minyak yang tertumpah atau berhijrah boleh dengan mudah menceroboh bahagian dalam objektif pada persimpangan antara badan dan tong kanta hadapan yang dipasang pada spring teleskop. Sekiranya minyak dibiarkan terkumpul, minyak itu dapat mengalir, di bawah kekuatan graviti, bahkan ke menara objektif atau lubang hidung. Minyak rendaman dengan kelikatan lebih tinggi yang direka khas tersedia untuk digunakan dengan mikroskop terbalik, dan harus digunakan untuk menghalang penghijrahan minyak daripada elemen hadapan objektif.

Bahaya Pembersihan Pelarut

Banyak penerbitan oleh pihak berkuasa yang dihormati dalam mikroskopi, termasuk beberapa pengeluar mikroskop, mengesyorkan penggunaan pelbagai pelarut sebagai alat bantu untuk menghilangkan minyak rendaman dari objektif dan optik lain, serta untuk penyingkiran bahan cemar lain secara rutin. Walaupun ini boleh memudahkan dan mempercepatkan proses pembersihan, variasi dalam pembinaan kanta dan bahan yang digunakan dalam komponen mikroskop lain, serta bahaya kesihatan dan keselamatan yang ditunjukkan dalam menggunakan kebanyakan pelarut yang berkenaan, menjadikannya tidak digalakkan untuk mengesyorkan penggunaan amnya. Perhatian yang rapi harus dilakukan dalam menerapkan pelarut pada komponen yang mungkin mengalami kerosakan yang tidak dapat diperbaiki jika pelarut berpindah ke kawasan dalaman atau jika digunakan secara berlebihan dan tetap bersentuhan dengan permukaan terlalu lama sebelum menguap. Banyak prosedur pembersihan yang berjaya digunakan selama beberapa dekad menjadi tidak dapat diterima hari ini dengan pelbagai sebab, termasuk pengetahuan tambahan mengenai bahaya kesihatan dan keselamatan yang berkaitan dengan pelarut bagi sebatian bukan polar organik yang digunakan dalam minyak rendaman. Masalah penggunaan pelarut adalah rumit, dan dikelirukan oleh cadangan yang bertentangan dalam literatur ilmiah, dan juga oleh perbezaan dalam penerbitan teknikal pengeluar. Beberapa pertimbangan yang berkaitan dengan pembersihan pelarut dibincangkan dengan lebih terperinci di bahagian berikut.

Pada masa lalu, pelarut telah digunakan secara rutin untuk hampir semua tugas pembersihan dalam mikroskop, dan terutamanya untuk penyingkiran minyak rendaman. Potensi masalah yang berkaitan dengan pembersihan pelarut adalah cukup serius bahawa pendekatan semasa terbaik dalam membersihkan mikroskop adalah menggunakan pelarut hanya apabila benar-benar perlu, pada asasnya sebagai pilihan terakhir dan bukannya langkah pertama. Maklumat yang diberikan dalam buku petunjuk pengeluar mikroskop menunjukkan kesukaran memilih pelarut pembersih apabila diperlukan. Beberapa pengeluar selama bertahun-tahun memberi amaran khusus terhadap penggunaan alkohol sebagai pelarut pembersih lensa, sementara yang lain mengesyorkan etanol dan campuran etanol dengan pelarut lain. Pelarut yang ideal boleh bercampur dengan sebatian non-polar organik, tidak sangat mudah terbakar, cukup meruap untuk menyejat dengan cepat tanpa meninggalkan residu, dan tidak higroskopik dan tidak toksik. Kebanyakan pelarut yang telah digunakan secara rutin secara sejarah gagal satu atau lebih kriteria ini. Dengan optik yang membenarkan penggunaan alkohol, campuran eter dan etanol (50:50 mengikut isipadu) berkesan, seperti campuran eter, etanol, dan kloroform (48: 48: 4 mengikut isipadu) yang diubahsuai, tetapi keduanya mudah terbakar atau meletup, dan menghasilkan wap toksik.

Salah satu bahaya yang paling ketara dengan banyak pelarut yang terbukti berkesan untuk membersihkan optik mikroskop adalah bahawa mereka berpotensi untuk melarutkan simen yang digunakan dalam pemasangan lensa (seperti halnya minyak rendaman itu sendiri jika dibiarkan kekal pada optik). Pada masa lalu, benzena dianggap sebagai pelarut pembersih lensa yang sangat berkesan, tetapi selalu memerlukan berhati-hati untuk membatasi hubungan dengan lensa tidak lebih dari satu atau dua saat, kerana kelarutan yang tinggi dalam benzena balsam dan beberapa simen lain yang digunakan untuk pemasangan lensa (dan untuk memasang penutup penutup pada slaid spesimen). Kemeruapan benzena yang tinggi adalah kelebihan dalam hal ini, tetapi bahannya juga sangat mudah terbakar dan toksik. Sekarang diketahui bahawa benzena mudah diserap melalui kulit, dan ini serta penyedutan wap dapat menyebabkan kerosakan hati. Akibat daripada banyak bahaya, benzena tidak boleh digunakan untuk pembersihan. Xylene telah digunakan secara meluas selama bertahun-tahun, dan dianggap sebagai pelarut yang kurang agresif daripada benzena, tetapi kerana kadar penyejatannya yang lebih rendah, sisa cecair mungkin lebih cenderung untuk menembusi dan merosakkan kanta melainkan xilena digunakan dengan sangat jarang. Walau bagaimanapun, Xylene adalah sangat mudah terbakar, toksik dan karsinogenik, dan boleh menyebabkan sensitiviti sentuhan kulit. Walaupun alkohol dan xilena disyorkan secara meluas sebagai pelarut pembersih kanta, ia juga dinamakan sebagai berbahaya kepada kedua-dua komponen mekanikal dan optik banyak mikroskop. Kemasan pada bahagian dirian mikroskop dan bahan yang digunakan dalam beberapa bahagian itu sendiri boleh rosak teruk akibat pendedahan kepada mana-mana bahan.

Oleh kerana variasi cadangan pelarut, dan kemungkinan sebilangan bahan yang digunakan dalam komponen instrumen tidak diketahui oleh pengguna, adalah wajar untuk mengehadkan penggunaan pelarut minimum. Komponen optik tidak boleh direndam dalam sebarang pelarut, dan tisu pembersih hanya boleh dilembapkan, tidak pernah tepu, dengan larutan pembersih. Jurang minit biasanya wujud pada persimpangan kaca-logam unsur hadapan objektif, membenarkan kemungkinan penghijrahan pelarut ke bahagian dalam komponen optik jika pelarut berlebihan digunakan. Bergantung kepada komposisinya, simen optik yang digunakan untuk mencantumkan gabungan elemen kanta dalam objektif biasanya larut dalam satu atau lebih pelarut, alkohol, xilena, dan aseton. Hasil penembusan pelarut antara elemen lensa digambarkan pada Gambar 6, di mana pemisahan separa kumpulan lensa bersimen telah berlaku. Walaupun kebanyakan simen optik moden tidak mudah terjejas oleh xilena, beberapa objektif lama menggunakan simen yang larut sepenuhnya dalam xilena.

Bahan Pembersih Alternatif

Beberapa alternatif untuk pelarut berbahaya didapati berkesan dalam pembersihan mikroskop, dan pelbagai agen pembersih, serta bahan pembersih, disarankan oleh mikroskop dan pengeluar yang berbeza (lihat Gambar 7 untuk contoh). Alternatif yang lebih selamat kepada xilena telah diusahakan secara meluas, sebahagiannya kerana pelarut itu lazimnya digunakan dalam makmal histopatologi dan sitologi sebagai agen penyahparifinan dan penjelasan. Pelarut proprietari Histolene dan Histoclear semakin popular sebagai pengganti xylene di makmal mikroskopi, dan telah terbukti berkesan untuk membersihkan instrumen juga. Pelarut ini didasarkan pada sebatian d-limonene yang berlaku secara semula jadi, yang merupakan unsur utama minyak kulit sitrus dan minyak etereal lain, dan telah digunakan secara meluas dalam industri makanan dan kosmetik selama bertahun-tahun. Walaupun pelarut berasaskan limonena memerlukan pengudaraan dan perlindungan kulit yang mencukupi, ia pada masa ini dianggap lebih selamat daripada xilena. Air suling tulen adalah cecair pembersih yang paling selamat untuk sebarang pencemaran yang larut dalam air jika tidak mencukupi, cecair pembersih lensa fotografi komersial sangat berkesan dan selamat untuk optik ketepatan ketika digunakan dengan hemat. Ejen pembersih jenis ini terdiri terutamanya daripada air yang ditambah peratusan kecil surfaktan dan alkohol. Produk pembersihan tingkap komersial (seperti Windex dan Sparkle) digunakan oleh sesetengah ahli mikroskop, tanpa kerosakan yang dilaporkan pada komponen optik, dan isopropil alkohol digunakan dengan jayanya oleh orang lain.

Berhati-hati dalam memilih bahan untuk menggunakan air atau cecair pembersih lain pada komponen optik yang tepat. Walaupun banyak produk yang dipasarkan sesuai untuk pembersihan lensa, dan bahan lain memberikan kesan subjektif bahawa tidak berbahaya, kesesuaian bahan khusus untuk optik halus tidak selalu jelas. Sebagai contoh, tisu makmal yang dipasarkan di bawah nama Kimwipes telah terbukti sesuai untuk pembersihan kanta, walaupun ia berasa agak kasar apabila disentuh. Sebaliknya, tisu muka biasa diproses untuk berasa lembut pada kulit, tetapi mengandungi zarah keras yang pasti berbahaya kepada permukaan optik. Tisu lensa terdapat dalam jenis yang terasa agak kaku dan permukaan keras, dengan tekstur berserat yang ketat, dan lain-lain yang bertekstur longgar dan sangat fleksibel. Jenis yang lebih lembut biasanya disukai untuk optik halus, walaupun tisu ini cenderung meninggalkan sisa serat longgar setelah pembersihan, yang mesti diletupkan dengan udara. Kain kapas atau linen tulen yang baru dicuci disyorkan oleh beberapa mikroskop untuk membersihkan lensa, tetapi dengan bahan yang digunakan semula, sangat penting agar tidak ada sisa atau partikel pencuci yang tersisa selepas mencuci. Bukan sahaja ini bukan syarat yang mustahak untuk dipenuhi, tetapi juga penting untuk memastikan bahawa jika kain buatan seperti sapu tangan digunakan, kain itu tidak dibalut atau dijahit dengan poliester atau benang kasar.

Satu cadangan yang biasa dilakukan pada masa lalu untuk melakukan pembersihan lensa adalah dengan membungkus sebahagian kecil bulu kapas di sekitar ujung tongkat orangewood (kayu bebas minyak) untuk digunakan sebagai pembersih. Ini tidak lagi digalakkan, disebabkan oleh fakta bahawa bulu kapas seperti yang kini dijual oleh farmasi dalam bentuk gulungan biasanya mengandungi beberapa bahagian gentian sintetik, dan tidak sesuai untuk permukaan halus seperti bulu kapas 100 peratus. Sapu kapas yang tidak dirawat masih dianggap sesuai, walaupun disapukan pada tunas yang sangat ketat di kilang, dan sebelum digunakan adalah bijaksana untuk melonggarkan sebagian kapas di ujung swab dengan forceps bersih (bukan jari, yang akan memendapkan minyak kulit) supaya kurang daya dikenakan pada permukaan yang dibersihkan. Aplikator yang dibuat dengan melekatkan kepingan kecil chamois bersih pada batang kayu oren biasanya digunakan oleh juruteknik optik, dan ini boleh didapati secara komersial atau boleh dibuat dalam saiz khas, seperti yang dikehendaki.

Pembersihan Asas Komponen Mekanikal

Kebimbangan utama dalam penyelenggaraan komponen mekanikal mikroskop adalah kawasan instrumen yang tidak dapat dielakkan terdedah kepada minyak kulit dari tangan dan kelembapan akibat pernafasan, dan kawasan pentas, yang tertakluk kepada pelbagai bahan cemar semasa sesi pengimejan. Selain pentas, komponen lain yang perlu dibersihkan termasuk kawalan seperti tombol, tuil dan rod kawalan boleh alih, tiub badan dan dirian. Kerana banyak kawalan mikroskop, seperti tombol fokus, bergaris atau digiling dengan corak palang halus, minyak kulit cenderung mengumpul di kawasan ini dan menarik debu, yang dapat terikat rapat pada alat kawalan. Pembersihan mungkin diperlukan dengan kerap pada mikroskop yang banyak digunakan. Cecair pembersih yang berkesan boleh disediakan dengan menambahkan kira-kira 10 peratus alkohol, mengikut isipadu, kepada produk pembersih kaca dan permukaan komersial. Sehelai tuala kain terry yang dilembapkan dengan pembersih hendaklah digunakan untuk menghilangkan pencemaran dari rabung setiap kawalan dengan mengelap ke arah rabung, atau dalam pelbagai arah pada permukaan giling. Lap basah yang dibungkus terlebih dahulu untuk komponen optik menyediakan kaedah alternatif untuk menggunakan sejumlah cecair pembersih yang terkawal, yang mungkin berkesan untuk membersihkan banyak permukaan mikroskop (lihat Gambar 8). Setiap permukaan kawalan yang dibersihkan hendaklah dikeringkan dengan sehelai tuala yang bersih.

Oleh kerana mikroskop bekerja dengan mata yang bersebelahan dengan oculars, jarak dekat kawasan muka di sekitar mata dan hidung ke permukaan tiub badan yang lebih sejuk mengakibatkan kelembapan yang teruap dan minyak kulit memeluwap pada permukaan mikroskop ini, yang membawa kepada sejumlah besar daripada pencemaran. Di samping itu, nafas bersentuhan pada kedua-dua tiub badan dan hidung objektif, menyumbang lagi kepada pengumpulan bahan cemar bawaan udara pada permukaan lembap yang terhasil. Penggunaan pelindung pesongan udara, yang biasanya disebut sebagai pelindung nafas, pada mikroskop berkesan dalam mengurangkan sumber pencemaran ini dengan mengalihkan nafas dari lubang hidung dan pendirian mikroskop. Tiub badan dan bahagian lain alat pendukung boleh dibersihkan dengan kain katun lembut yang dibasahi ringan dengan pembersih permukaan yang disebut sebelumnya. Sangat penting untuk membersihkan kawasan di sekitar mekanisme penyesuaian jarak interokular lensa mata, yang sangat rentan terhadap penularan pencemaran. Untuk mengelak daripada mendapat sebarang lembapan di dalam tiub kanta mata, ia tidak boleh disapu dengan kain lembap berhampiran bahagian atas di permukaan mengawan di mana okular terletak. Setelah membersihkan tiub badan, ia mesti dikeringkan dengan sehelai kain katun yang lain, dan kain kering ini dapat digunakan untuk membersihkan bahagian atas tiub lensa mata dan pelek luar ocular, berhati-hati agar tidak menyentuh permukaan lensa kaca. .

Tahap mikroskop dibersihkan dengan cara yang serupa dengan tiub badan, pertama dengan kain yang dibasahi, kemudian dengan yang kering. Kerana pelbagai bahan cemar yang mungkin disimpan di atas panggung dari spesimen dan dari pengendalian dan manipulasi berterusan, ia harus dibersihkan setelah setiap penggunaan mikroskop. Penjagaan mesti dilakukan dalam membersihkan sekitar tepi bukaan tengah di pentas, dan sentuhan tidak boleh dibuat dengan bahagian bawah pentas di mana mungkin terdapat gris terdedah dari permukaan galas. Sebarang kain yang tercemar dengan gris khas yang digunakan pada pentas instrumen hendaklah dibuang untuk mengelakkan ia dipindahkan ke bahagian lain mikroskop, kerana ia mungkin hampir mustahil untuk dikeluarkan.

Baki dirian mikroskop hendaklah dibersihkan dengan berhati-hati dengan prosedur yang sama seperti kain kapas yang dilembapkan diikuti dengan kain kering, berhati-hati untuk mengelakkan permukaan optik atau mana-mana kawasan yang mungkin tertakluk kepada penembusan lembapan yang boleh merosakkan mekanisme dalaman atau litar elektronik. Setelah pembersihan lengkap komponen mekanikal seperti yang dijelaskan, dan dengan hati-hati membersihkan tumpahan cecair di sekitar alat, pembersih vakum kecil (lihat Gambar 3), dengan selang fleksibel dan sikat lembut, dapat digunakan untuk mengosongkan sebarang bahan longgar pada tempat duduk dan kawasan meja di sekelilingnya. Penjagaan yang melampau harus diambil untuk mengelak daripada menyentuh mana-mana permukaan optik dengan berus vakum.

Pembersihan Asas Komponen Optik

Protokol sistematik untuk pemeriksaan dan pembersihan komponen optik mikroskop sangat penting kerana beberapa sebab. Bukan sahaja optik merupakan komponen yang paling penting dalam pembentukan dan rakaman imej, ia adalah yang paling mahal, serta paling halus dan paling terdedah kepada kerosakan. Pemeriksaan permukaan optik dengan pembesaran, yang disediakan oleh lensa atau okular terbalik, adalah langkah pertama yang penting dalam pembersihan. Menilai sama ada terdapat pencemaran dan menentukan jenis bahan adalah penting kerana pembersihan yang tidak perlu adalah tidak produktif dan kerana jenis pencemaran tertentu tidak jelas tanpa pemeriksaan yang teliti. Khususnya, elemen depan objektif dan kondensor harus diperiksa secara berkala dengan pembesar di bawah cahaya yang dipantulkan dengan meletakkan sumber cahaya dengan hati-hati pada sudut ke permukaan yang diperiksa sehingga serpihan dapat dilihat. Dalam menyelesaikan masalah imej mikroskop kontras yang kabur atau rendah, boleh diandaikan bahawa punca yang paling mungkin ialah unsur objektif hadapan yang kotor, serpihan pada permukaan kaca berhampiran penderia pengimejan, atau slip penutup yang kotor. Objektif pembesaran tinggi, dengan jarak kerja yang sangat pendek, sangat terdedah kepada pencemaran, dan memerlukan pemeriksaan yang kerap.

Kehadiran walaupun sedikit kotoran atau noda pada objektif, tidak kira apa jenis bahan, menghasilkan kesan yang sama, iaitu pengurangan ketajaman gambar. Ini benar untuk bahan zarah dan untuk pencemaran dengan bahan telus sempurna seperti minyak rendaman. Jejak minyak, termasuk cap jari berminyak pada elemen depan objektif kering, mengganggu transmisi sinar cahaya melalui objektif dengan cara yang sama seperti lensa yang rosak atau yang mengalami kerosakan pembuatan optik. Pemeriksaan elemen objektif depan adalah kaedah terbaik untuk menentukan sama ada pencemaran berlaku, dan jika demikian, tindakan apa yang diperlukan untuk penghapusannya.

Prosedur pembersihan yang dijelaskan di bawah hanya berlaku pada permukaan yang terdedah dari pelbagai komponen optik mikroskop. Usaha tidak perlu dilakukan untuk membersihkan permukaan optik dalaman kebanyakan komponen mikroskop, dan berhati-hati diberikan pada setiap bahagian berikut yang berkaitan dengan komponen tertentu untuk menekankan kemungkinan kerosakan yang boleh disebabkan oleh tidak mengikuti nasihat ini dengan tegas. Protokol pembersihan asas untuk permukaan optik, yang biasanya diikuti untuk semua komponen optik, harus dilakukan dalam langkah-langkah, seperti berikut:

Pemeriksaan Permukaan Lensa - Komponen optik yang akan dinilai dikeluarkan dari mikroskop dan diletakkan di atas tuala makmal atau permukaan pelindung yang serupa di atas meja instrumen. Sebelum pembersihan dilakukan, permukaan optik harus diperiksa dengan pembesaran di bawah cahaya yang dipantulkan untuk menentukan keadaan komponen. Perhatian khusus harus diberikan kepada kehadiran sebarang bahan zarah, yang mesti diandaikan sebagai melelas, dan dikeluarkan sebelum sebarang pembersihan lain dilakukan. Selain itu, kehadiran apa-apa filem, comot, atau noda perlu diberi perhatian. Kanta pembesar 2-3x sesuai untuk memeriksa optik yang lebih besar seperti okular dan pemeluwap, manakala elemen kanta yang lebih kecil bagi objektif memerlukan lebih kurang 5x hingga 10x pembesaran untuk pemeriksaan yang betul. Adalah mustahak agar bahan zarah dikeluarkan dari permukaan lensa sebagai langkah awal pembersihan, kerana mana-mana zarah boleh menjadi kasar dan mengakibatkan calar jika dipindahkan ke seluruh permukaan dengan tisu lensa yang paling lembut sekalipun.

Penyingkiran Zarah Tidak Melekat - Sekiranya terdapat habuk, serat, atau zarah lain yang diperhatikan pada permukaan lensa, usaha harus dilakukan untuk mengeluarkannya dengan cara yang paling tidak agresif, iaitu dengan menghembus udara secara perlahan (tidak tegak lurus) permukaan lensa. Kaedah penyedutan udara yang paling selamat adalah dengan menggunakan mentol getah atau belon, seperti yang dimaksudkan untuk digunakan sebagai picagari telinga dan enema untuk bayi ( picagari telinga digambarkan dalam Rajah 7). Jarum suntik enema yang lebih besar sesuai untuk optik yang lebih besar seperti lensa mata, kondensor, dan prisma, picagari telinga yang lebih kecil lebih baik untuk permukaan lensa objektif kecil. Sebab untuk tidak meniup terus ke arah zarah dan permukaan adalah kerana ini boleh memaksa zarah kasar ke dalam salutan kanta yang halus, dan mungkin menjadikannya lebih sukar untuk ditanggalkan, akhirnya merosakkan permukaan dalam proses. Kesan kumulatif lelasan berulang jenis ini, walaupun kecil, boleh merendahkan prestasi optik. Perhatian diperlukan agar tidak menyentuh hujung jarum suntik ke permukaan lensa. Nasihat terbaik adalah untuk mengelakkan penggunaan tin udara termampat untuk membersihkan lensa. Adalah sukar dengan ini untuk mengawal tekanan udara yang terkena pada permukaan yang dibersihkan, dan sentiasa ada risiko sama ada udara yang sangat sejuk atau cecair beku dikeluarkan ke permukaan kanta dan menyebabkan kerosakan yang tidak boleh diperbaiki. Salutan kanta, mahupun simen optik antara elemen kanta tidak dapat menahan pembekuan setempat tanpa kerosakan. Sekiranya, untuk alasan apa pun, lap udara dalam tin harus digunakan, ia harus stabil dalam posisi tegak untuk mengelakkan miring (yang akan mengeluarkan cairan dingin), dan dilengkapi dengan panjang tiub plastik fleksibel untuk memungkinkan udara diarahkan arah yang dikehendaki ke permukaan optik. Adalah lebih baik untuk menggunakan pembersih jenis mentol udara manual untuk menghapuskan sepenuhnya risiko ini.

Pemeriksaan Semula Permukaan Lensa - Pemeriksaan lensa sekali lagi dengan pembesar akan menunjukkan sama ada semua zarah telah dikeluarkan, dan jika demikian, sebarang filem yang mencemarkan harus diperhatikan untuk pembuangan berikutnya. Jika zarah kekal selepas debu udara awal, percubaan lain harus dibuat untuk mengeluarkannya dengan udara sahaja. Mana-mana yang masih ada pada pemeriksaan lain kemungkinan besar dilampirkan melalui ketegangan antara muka langsung antara zarah dan permukaan, atau disebabkan oleh filem jenis campur tangan, dan ini mesti dikeluarkan sebelum pembersihan pencemaran filem dapat dilakukan.

Penyingkiran Zarah Terlampir - Bahan partikulat yang tahan terhadap penyingkiran dengan debu udara sahaja kemungkinan besar dipegang oleh lapisan permukaan melalui kawasan kontak seminit, dan dapat dilepaskan dengan menggunakan sedikit kekuatan sisi ke bahagian partikel dengan lembut. Prosedur ini memerlukan latihan, dan pastinya mesti dilakukan dengan pembesaran yang mencukupi untuk memastikan tiada kerosakan berlaku pada kanta. Untuk merangka alat untuk menarik partikel yang terpasang dari kedudukannya, tusuk buluh nipis atau tusuk gigi kayu dapat dipotong ke titik persegi yang sangat halus dengan pisau cukur. Selepas bernafas dengan sangat lembut pada kanta (dengan mulut terbuka lebar) untuk menghasilkan lembapan pekat, yang sepatutnya melonggarkan zarah daripada filem pelekatnya, mata alat kayu disentuh dengan sisi zarah. Ditekan perlahan ke samping, berhati-hati agar tidak menyentuh permukaan lensa dengan alat ini. Proses ini diulang untuk zarah lain yang terpasang, dan picagari telinga kecil digunakan untuk meniup permukaan lensa untuk mengeluarkan bahan yang dibebaskan.

Pemeriksaan Semula Permukaan Lensa - Lensa diperiksa semula di bawah pembesaran untuk menentukan sama ada semua zarah telah dikeluarkan. Jika masih ada, prosedur penyingkiran diulang, dan kanta diperiksa semula. Apabila semua zarah telah dialihkan, jika tiada pencemaran tambahan hadir, komponen itu boleh dipasang semula pada mikroskop. Sekiranya terdapat filem lain, goresan, cap jari, titisan, atau bahan cemar lain di permukaan optik, langkah-langkah berikut dilakukan.

Penyingkiran Filem Larut Air - Bahan larut air boleh dikeluarkan dari permukaan kanta menggunakan tisu kanta dan lembapan yang dihasilkan dengan bernafas secara perlahan pada kanta. Tisu harus digunakan dengan cara yang telah dijelaskan sebelumnya untuk membatasi kekuatan yang dikenakan pada lensa, dan tidak pernah digosokkan ke permukaan secara langsung dengan tekanan jari. Selain teknik tisu bengkak, beberapa kaedah lain sesuai untuk mengehadkan daya yang dikenakan oleh tisu lensa. Yang berkesan untuk permukaan lensa yang agak kecil adalah menggulung tisu lensa yang dilipat ke dalam tiub yang ketat, dan kemudian merobeknya menjadi separuh membentuk dua tiub yang lebih pendek masing-masing mempunyai hujung yang rapuh. Bahagian hujung setiap tiub digunakan untuk membersihkan permukaan kanta. Tindakan koyakan itu bukan sahaja harus mengeluarkan sebarang zarah pada kertas di kawasan itu, tetapi hujung yang koyak meminimumkan daya yang boleh dikenakan pada kanta. Setelah bernafas dengan lembut dan perlahan pada lensa dengan mulut terbuka lebar untuk memberikan kelembapan, lensa dibersihkan dengan tiub tisu yang tergelincir dalam gerakan bulat bermula di pusat lensa dan bekerja ke arah luar ke pinggir. Tisu tersebut dibuang dan prosesnya diulang dengan tambahan potongan koyak, sehingga lensa kelihatan bersih atau tidak ada peningkatan lagi yang diperhatikan. Lensa mungkin tidak menjadi bersih sepenuhnya sekiranya terdapat bahan cemar yang tidak larut dalam air.

Pemeriksaan Permukaan Lensa - Lensa diperiksa sekali lagi menggunakan pembesaran, dan jika benar-benar bersih, komponen tersebut dapat dikembalikan ke alat bantu. Sekiranya terdapat deposit atau noda seperti filem di lensa, kemungkinan besar bahan larut dalam air, yang mesti dikeluarkan dengan langkah pembersihan tambahan berikut.

Penyingkiran Filem Larut Air - Bahan cemar pada permukaan optik yang tidak mudah dikeluarkan dengan air (selain minyak rendaman, yang dibincangkan sebelumnya) memerlukan komponen pembersih tambahan. Salah satu bahan paling selamat yang berkesan pada simpanan jenis ini adalah salah satu cecair pembersih lensa komersial untuk optik ketepatan, yang biasanya terdiri dari air suling yang mana sebahagian kecil surfaktan dan alkohol ditambahkan (lihat contoh dalam Gambar 7) . Jumlah cecair yang sangat terhad harus digunakan, dan ia tidak boleh digunakan terus ke permukaan kanta. Cara yang berkesan untuk mengawal jumlah cecair yang dibenarkan untuk menyentuh lensa adalah dengan menggunakan pelapik katun yang digunakan dengan larutan pembersih yang sangat kecil. Hujung penutup kapas harus diperiksa untuk melihat partikulat yang ada, dan seperti yang telah dijelaskan sebelumnya, kapas yang tertutup rapat dapat dilonggarkan sedikit dengan menarik ujungnya dengan pinset bersih atau menggoda sebagian kapas dengan jarum. Lensa dapat dibersihkan dengan menggunakan swab dengan ringan dalam gerakan bulat bermula dari pusat lensa dan bergerak keluar. Sebagai alternatif kepada swab kapas, tisu kanta lembut boleh dipintal menjadi satu titik, berhati-hati agar tidak menyentuhnya pada penghujungnya, dan digunakan seperti yang dibincangkan mengenai penyingkiran minyak rendaman. Semasa menggunakan pelapik kapas dengan cara ini, perlu dilakukan dengan berhati-hati untuk membatasi kekuatan yang dikenakan pada permukaan lensa, dan teknik ini tidak boleh digunakan kecuali sebagai langkah pembersihan terakhir segera setelah penyingkiran bahan partikulat sepenuhnya.

Masih satu lagi kaedah berkesan untuk menggunakan cairan pembersih lensa sehingga kekuatan yang sangat sedikit diterapkan pada lensa kecil, seperti elemen depan objektif, digambarkan pada Gambar 9. Dengan komponen terletak pada permukaan lembut di atas meja, satu tetes cecair pembersih diletakkan di atas tisu yang dilipat, dan sambil menyokong tisu dengan kedua tangan, titisan tersebut bersentuhan dengan permukaan lensa. Tisu kemudian dilukis secara mendatar di atas permukaan lensa, yang akan meninggalkan gumpalan cecair pada tisu. Seharusnya tidak ada percubaan untuk memaksa tisu bersentuhan dengan kanta sebenarnya ketegangan permukaan antara kanta dan titisan bendalir mungkin memungkinkan untuk menarik sedikit tisu dari kanta sambil mengalihkannya, jika ini tidak dilakukan dengan begitu banyak kekuatan sehingga tisu kehilangan hubungan dengan permukaan lensa. Proses tersebut harus diulang beberapa kali dengan setetes cairan segar dan tisu baru setiap kali. Setelah membersihkan dengan pelapik atau tisu yang dibasahi, permukaan lensa harus dikeringkan dengan menggunakan berulang kali beberapa tiub tisu lensa yang koyak, dibuang setiap kali selepas digunakan. Petunjuk kejayaan pembersihan boleh diperolehi dengan bernafas perlahan-lahan pada kanta untuk melembapkannya, perhatikan sama ada filem lembapan itu sekata dan tanpa gangguan. Sebagai langkah terakhir, kelembapan dikeluarkan dengan mengelap dengan gerakan bulat dengan tiub tisu lensa.

Penilaian Akhir Permukaan Lensa - Memeriksa permukaan lensa dengan pembesaran adalah langkah terakhir untuk menentukan sama ada komponen itu benar-benar bersih sebelum menggantinya pada mikroskop.

Nota dan Peringatan Pembersihan Komponen Khusus

Objektif moden yang sangat diperbetulkan mungkin mengandungi lebih daripada 15 elemen lensa individu, beberapa digabungkan dengan simen optik ke dalam kumpulan lensa kompaun, yang dipasang pada jarak pemisahan tepat dalam tong objektif. Objektif tidak boleh dibongkar dalam usaha untuk membersihkan permukaan kanta dalaman, atau untuk sebarang sebab lain. Elemen lensa komponen berpusat tepat secara optik, dan dipasang dengan ketepatan yang tidak dapat diduplikasi di luar tetapan kilang pengeluar, dan percubaan pembongkaran pasti akan mengakibatkan objektif yang rusak. Walaupun akses ke permukaan dalaman mungkin, mereka tidak dapat dibersihkan tanpa kerosakan, kerana kerapuhan anti-pantulan dan lapisan lensa lain yang biasanya digunakan. Sebilangan besar permukaan lensa ketepatan menggunakan satu atau lebih lapisan filem gangguan yang hanya tebal beberapa lapisan atom. Lapisan ini dilindungi oleh lapisan pelindung yang dikeraskan pada permukaan lensa luaran, untuk membolehkan mereka bertoleransi dengan prosedur pembersihan biasa, tetapi lapisan pada permukaan dalaman jauh lebih lembut dan sangat mudah rosak.

Dalam keadaan apa pun, elemen lensa objektif belakang tidak boleh dibersihkan, selain untuk meniup debu yang menetap di sana dengan alat peniup jarum telinga. Kerana pembinaan objektif, yang menjadikan akses ke elemen belakang menjadi sukar, usaha membersihkan elemen belakang berisiko memasukkan gentian tisu atau pencemaran lain ke bahagian dalam pemasangan. Bahagian dalam dapat diperiksa untuk mencemari dengan melihat objektif dari depan, dengan sumber cahaya (seperti lampu kosong) yang terletak dekat dengan elemen belakang. Malangnya, sekiranya terdapat pencemaran dalaman, ia hanya dapat dihilangkan oleh pusat servis yang berkelayakan.

Satu amaran sebelum ini yang berulang ialah kepentingan untuk tidak menggunakan tekanan berlebihan pada permukaan kanta hadapan sesuatu objektif. Unsur depan objektif pembesaran lebih tinggi adalah lensa separa hemisfera yang sangat kecil yang ditahan di tempatnya dengan sentuhan minimum dengan unit lensa. Sebilangan besar logam yang mengelilingi elemen kaca kecil memberikan objektif ini penampilan yang kuat yang menipu, kerana elemen depan dapat dengan mudah digerakkan keluar dari penjajaran oleh tekanan yang berlebihan, mengakibatkan objektif yang rusak. Tambahan pula, walaupun elemen itu tidak dipaksa keluar dari penjajaran, mengenakan terlalu banyak tekanan semasa pembersihan atau melalui sentuhan tidak sengaja boleh menghasilkan jurang kecil di persimpangan antara kanta dan tong logam di sekeliling, menyebabkan minyak atau cecair pembersih ditarik oleh daya kapilari. ke pedalaman objektif, memusnahkan objektif.

Lensa atas kebanyakan kondensor boleh ditanggalkan, dan pembersihan melibatkan penerapan prosedur pembersihan optik asas ke permukaan atas dan bawah lensa atas, dan juga ke permukaan lensa atas unit tengah. Bahagian komponen badan pemeluwap sama sekali tidak boleh dibongkar. Mereka dipasang dengan ketepatan yang serupa dengan objektif, dan tidak dapat diluruskan semula di luar kemudahan pengeluar. Perkara yang sama berlaku untuk elemen kontras fasa dan prisma kontras gangguan pembezaan, serta untuk peranti polarisasi yang merupakan komponen beberapa kondensor. Unsur-unsur ini mesti diluruskan semula di kilang jika terganggu, dan tidak boleh dikeluarkan atau dibongkar. Kerana lokasinya, kondensor bawah tanah mengumpulkan pelbagai bahan cemar, dan mesti dibersihkan lebih kerap daripada komponen lain. Disebabkan ketidakbolehcapaian relatifnya pada kebanyakan mikroskop, pemeluwap biasanya memerlukan penyingkiran untuk pembersihan yang betul, dan harus dikendalikan dengan penjagaan yang sama diberikan kepada objektif.

Selepas penyingkiran pemeluwap dari mikroskop, elemen atas biasanya boleh dikeluarkan dengan membuka skru. Sekiranya pembawa penapis ada di bawah pemeluwap, alat itu mesti dilepaskan dari kondensor dan sebarang penapis dikeluarkan untuk pembersihan berikutnya.Permukaan elemen atas mungkin tercemar dengan deposit partikulat dan filem, dan dibersihkan mengikut protokol asas penyingkiran zarah pertama, dan kemudian filem atau noda. Permukaan bawah lensa ini biasanya hanya mempunyai serpihan partikulat, tetapi harus diperiksa dengan pembesar untuk mengesahkannya, dan dibersihkan dengan sewajarnya. Langkah seterusnya adalah pemeriksaan dan pembersihan permukaan atas bahagian optik tengah kondensor yang terdedah semasa elemen atas dikeluarkan.

Pemeluwap hendaklah seterusnya dibalikkan supaya permukaan bawah pemasangan kanta bawah boleh diperiksa dan dibersihkan jika perlu. Perhatian utama pada tahap ini adalah untuk mengelakkan kerosakan pada diafragma iris jika digunakan di bawah kombinasi optik kondensor yang lebih rendah. Sekiranya ada, diafragma mesti dibuka sepenuhnya untuk membolehkan akses ke permukaan lensa bawah dan melindungi bilah diafragma. Bilah ini sangat rapuh dan tidak boleh dibersihkan, disentuh, atau terkena cecair. Sekiranya membuka diafragma tidak menarik kembali bilah sepenuhnya ke pelek pemasangan, jangan cuba membersihkan lensa bawah dengan menjangkau bukaan iris, kerana kemungkinan kerosakan pada diafragma. Pembersihan sebarang penapis yang dikeluarkan sebelumnya mesti dilakukan dengan cara yang sama seperti yang dilakukan dengan komponen optik lain. Penapis gangguan dibina menggunakan filem terdeposit vakum yang sangat nipis serupa dengan salutan kanta anti-pantulan, dan penapis jenis ini biasanya digunakan dalam pemasangan pemeluwap dan di tempat lain dalam laluan optik mikroskop. Perhatian khusus mesti digunakan dalam pengendalian dan pembersihan penapis sedemikian untuk mengelakkan kerosakan pada salutan nipis.

Kereta api optik mikroskop moden mengandungi beberapa prisma ketepatan dan cermin permukaan hadapan, yang kebanyakannya ditempatkan di dalam tapak dan dirian mikroskop. Sebagai peraturan umum, tidak ada komponen ini yang harus dibersihkan melainkan ia dapat diakses tanpa membongkar mana-mana bahagian instrumen. Apabila komponen dalaman jenis ini kotor, ia memerlukan perkhidmatan kilang dibersihkan tanpa kerosakan. Satu-satunya pengecualian adalah tiga permukaan prisma luaran yang dapat dicapai di tiub badan, dan cermin yang terdedah (tanpa pembongkaran) di dasar beberapa mikroskop. Cermin permukaan hadapan menggunakan salutan reflektif yang tidak dilindungi (biasanya perak) pada bahagian hadapan tapak kaca, dan sangat mudah rosak. Penyingkiran habuk dan serat dapat dilakukan dengan debu udara yang lembut, diikuti dengan pembersihan yang sangat lembut dengan cairan lensa hanya apabila diperlukan. Pembersihan dengan tisu hendaklah dilakukan dengan menggunakan segala usaha untuk mengehadkan geseran pada permukaan cermin pemantul, yang mudah melecet.

Tiub badan teropong mengandungi prisma untuk laluan cahaya mata kanan dan mata kiri yang dijajarkan dengan tepat menggunakan peralatan penyelaras khas, dan tiada pembongkaran untuk pembersihan harus dicuba kecuali oleh kemudahan servis kilang. Oleh kerana pemasangan awal dilakukan dalam keadaan bilik bersih untuk memastikan pencemaran zarah yang minimum, sebarang usaha pembersihan dalaman mungkin hanya akan menghasilkan serpihan tambahan. Permukaan prisma luaran yang dapat dilihat ketika pelindung mata dikeluarkan dari tiub badan dapat dibersihkan dengan hati-hati dengan meniup partikel, diikuti dengan penggunaan sapuan kapas yang dilembutkan pada hujungnya seperti yang dijelaskan sebelumnya untuk pembersihan objektif. Debu harus dilepaskan dengan jarum suntik bayi yang besar setelah membalikkan tiub badan sehingga habuk jatuh dari permukaan prisma dan keluar dari tiub badan. Jika pembersihan lanjut untuk menghilangkan kotoran atau filem diperlukan, mungkin perlu menyediakan lembapan untuk prosedur ini dengan bernafas pada hujung swab kapas dan bukannya prisma itu sendiri, kerana lokasi prisma yang tersembunyi di dalam tiub badan. Apabila tiub badan diterbalikkan, bukaan bawah mendedahkan permukaan prisma ketiga atau rata optik yang menutupinya, dan permukaan ini harus diperiksa untuk tanda-tanda pencemaran dan dibersihkan dengan berhati-hati jika perlu.

Kanta mata memerlukan pembersihan yang agak kerap pada permukaan optik luarannya, tetapi biasanya tidak tercemar secara dalaman. Permukaan atas lensa mata rentan terhadap banyak jenis pencemaran kerana jaraknya dekat dengan mikroskop dan kemungkinannya mengumpulkan zarah-zarah udara. Oleh kerana lensa mata sering dikeluarkan kerana pelbagai sebab semasa penggunaan instrumen, permukaan lensa medan bawah dapat menjadi kotor dan juga harus diperiksa apakah ada serpihan. Kedua-dua permukaan lensa ini harus dibersihkan mengikut keperluan mengikut protokol asas untuk komponen optik. Dalam keadaan yang jarang berlaku bahawa debu atau serat terlihat di bahagian dalam lensa mata ketika diperiksa berikutan pembersihan lensa luaran, dalam beberapa kes mungkin untuk melepaskan lensa mata di dudukannya dan lensa medan di dalamnya terpasang, dan membersihkan bahagian dalam tiub dan permukaan dalaman kedua-dua komponen lensa. Ia mesti dipasang semula dengan teliti dalam konfigurasi asalnya yang tepat atau kanta mata tidak akan berfungsi dengan baik. Penjagaan khusus mesti dilakukan dengan sel lensa berulir halus untuk mengelakkan penyeberangan komponen semasa pemasangan semula. Walau bagaimanapun, perhatikan bahawa dalam keadaan apa pun lensa mikrometer Filar, lensa pengukur yang mengandungi retikel dalaman, atau jenis lensa pembacaan digital apa pun dibuka atau dibongkar dengan alasan apa pun. Melakukannya akan merosakkan penentukuran, dan memerlukan pemulihan kilang.

Mikroskop yang dilengkapi dengan kamera digital boleh menyebabkan penurunan kualiti gambar yang ditangkap atau menunjukkan artifak gambar yang disebabkan oleh pengumpulan pencemaran sama ada pada elemen penapis yang kadang-kadang digunakan dalam penyesuai kamera atau pada tingkap kaca optik yang mungkin dimasukkan untuk menutup kamera perumahan dan melindungi sensor gambar CCD atau CMOS. Dalam amalan, jika bintik gelap atau artifak dalam fokus serupa diperhatikan dalam imej digital, dan ia tidak berada dalam satah spesimen, kemungkinan besar puncanya ialah pencemaran zarah pada penderia imej atau permukaan penapis yang berkaitan. Sesetengah kamera digital menggabungkan penapis inframerah boleh tanggal dalam sistem kamera, manakala yang lain penapisan yang diperlukan adalah bahagian penting dalam tetingkap sensor. Oleh kerana kepelbagaian konfigurasi yang ditemui dalam kamera digital saintifik, pengesyoran pengeluar berkenaan pembersihan hendaklah sentiasa diikuti. Sebilangan kamera, terutamanya kamera di mana sensor disejukkan, ditutup secara hermetik, dan sensor tidak dapat diakses secara langsung.

Secara umum, permukaan kaca optik pada kamera tertutup harus diperiksa dan dibersihkan, jika perlu, mengikuti kaedah pembersihan standard untuk permukaan lensa, selalu membuang serpihan partikulat sebelum membersihkan permukaan kaca dengan lembut dengan kelembapan dari nafas, diikuti dengan tisu lensa yang dibasahi dengan cecair pembersih lensa untuk pencemaran larut dalam air. Jika tingkap sukar diakses dengan tisu kanta (seperti dengan tiub tisu yang koyak), sapu kapas boleh digunakan dengan syarat berhati-hati diambil untuk mengehadkan tekanan pada permukaan tingkap. Di beberapa kamera, permukaan sensor langsung terkena di dalam badan kamera, dan sangat mungkin menarik debu dan serpihan lain. Teknik khas mungkin diperlukan dalam membersihkan penderia untuk mengelakkan kerosakan cas statik pada peranti, dan kakitangan perkhidmatan pengeluar harus dirujuk untuk mendapatkan panduan tentang prosedur yang betul.

Pertumbuhan Kulat pada Permukaan Optik

Masalah serius yang mungkin melanda komponen optik mikroskop ialah perkembangan kerosakan kulat. Pembentukan dan pertumbuhan koloni kulat mungkin berlaku dengan cepat di beberapa iklim, dan apabila terbentuk di permukaan kaca, tidak mungkin ia dapat dikeluarkan sebelum kerosakan dilakukan ke permukaan. Malangnya, pertumbuhan kulat biasanya berlaku di bahagian dalam komponen optik, dan mungkin agak maju sebelum ia diperhatikan. Sekurang-kurangnya satu pengeluar mikroskop menyatakan bahawa lebih 50 peratus kemerosotan dalam prestasi optik adalah disebabkan oleh kekeruhan yang disebabkan oleh jenis kulat tertentu. Walaupun terdapat lebih 100,000 spesies kulat, dua ahli genus Aspergillus dipercayai bertanggungjawab untuk kebanyakan kemerosotan kanta. Keadaan pertumbuhan optimum untuk kulat ini adalah suhu yang agak tinggi dan kelembapan yang tinggi, tetapi mereka juga lebih mudah disesuaikan dengan tahap kelembapan yang lebih rendah daripada kebanyakan kulat lain. Gambar 10 menggambarkan keadaan pertumbuhan optimum dan bertoleransi untuk kulat ini tumbuh di permukaan lensa, berbanding dengan keadaan yang paling baik untuk spesies kulat biasa yang lain. Malangnya, keadaan yang paling kondusif untuk pembiakan kulat yang merosakkan lensa sangat sesuai dengan persekitaran yang paling sesuai untuk manusia. Ini sangat menyukarkan usaha untuk menghilangkan atau menghalang pertumbuhan kulat pada komponen optik.

Kulat yang tumbuh di permukaan lensa mengurangkan prestasi lensa kerana penurunan transmisi yang disebabkan oleh keruh, dan juga oleh penyebaran cahaya dari filamen seperti benang (hyphae) dari koloni kulat. Kulat yang tumbuh di permukaan kaca tidak dilekatkan oleh akar dan dapat dihapuskan, tetapi malangnya, tanda kakisan yang tinggal masih ada dan prestasi lensa yang asli tidak dapat dipulihkan. Hakisan ialah satu bentuk goresan permukaan yang berlaku apabila asid organik yang dihasilkan oleh kulat bercampur dengan wap air dari udara yang terkumpul pada hifa kulat. Lensa dengan pertumbuhan kulat yang ketara biasanya mesti diganti, kerana satu-satunya kaedah yang berkesan untuk mengelakkan kerosakan kulat pada komponen optik adalah mencegah pertumbuhannya dari awal.

Keadaan yang baik untuk mengehadkan berlakunya pertumbuhan kulat pada permukaan seperti lensa termasuk persekitaran dengan kelembapan rendah, suhu yang cukup rendah, pengudaraan yang baik, dan pendedahan permukaan terkadang pada cahaya matahari. Faktor iklim tidak dapat dikawal sepenuhnya, dan penggunaan sistem penghawa dingin dan penyedap udara di iklim hangat dan lembap bermanfaat dan diperlukan, tetapi tidak menghilangkan pertumbuhan jenis kulat yang sangat tahan, yang dapat menyesuaikan diri dengan pelbagai keadaan ( lihat Rajah 10). Strategi menyimpan komponen optik dalam keadaan kering kadang-kadang disarankan, tetapi ini bukan amalan yang disarankan, kerana tahap kelembapan yang sangat rendah (0 peratus kelembapan) dapat mempercepat pemecahan simen yang digunakan untuk bergabung dengan elemen optik. Kawasan geografi di mana mikroskop terletak menentukan, sebahagian besarnya, keseriusan pertumbuhan kulat sebagai faktor dalam penjagaan instrumen.

Rajah 11 membentangkan, dalam bentuk carta, kebolehubahan bermusim keadaan pertumbuhan kulat untuk beberapa bandar di seluruh dunia. Ia boleh disimpulkan daripada carta bahawa pertumbuhan kulat paling tidak berkemungkinan di kawasan yang mempunyai kelembapan yang rendah secara konsisten, atau di kawasan yang mempunyai suhu purata yang agak rendah semasa tempoh kelembapan yang tinggi. Di beberapa iklim, hampir mustahil untuk menghalang pertumbuhan kulat kecuali mikroskop dapat ditempatkan di lingkungan yang steril. Pengilang mikroskop utama menghasilkan versi khas dari beberapa peralatan untuk digunakan di persekitaran tropika atau rawan kulat lain. Antara langkah pencegahan yang telah dikembangkan adalah dengan memasukkan bahan kimia antijamur di dalam objektif, penutup mata, dan pangkalan mikroskop, dan untuk meningkatkan keberkesanan meterai pada mana-mana bahagian yang bergerak untuk meminimumkan kemasukan spora debu dan kulat dari persekitaran. Bahan kimia adalah bahan pepejal yang direka untuk menyublimkan secara perlahan dan menghasilkan wap antikulat yang tidak berbahaya kepada komponen optik dan mekanikal mikroskop. Kegiatan antijamur dapat dipertahankan dalam jangka waktu yang lama dengan memasukkan bahan kimia ke dalam bahan dengan hanya sedikit kebolehtelapan udara, sehingga dapat mengawal kadar pemejalan secara ketat.

Faedah Penyelenggaraan Pencegahan

Bilik mikroskop yang ideal akan direka bentuk khusus untuk tujuan itu, dan menggabungkan setiap mekanisme yang tersedia untuk mengehadkan pencemaran oleh habuk, wap kimia, dan bahan cemar bawaan udara lain, serta mengasingkan instrumen daripada getaran akustik dan mekanikal serta variasi suhu. Keadaan ideal ini jarang direalisasikan, dan kebanyakan mikroskop terletak di kawasan yang tertakluk kepada sejumlah besar kekurangan alam sekitar. Sebilangan pencemaran tidak dapat dielakkan, kerana ketegangan penggunaan sehari-hari, tetapi paling tidak, mikroskop harus dilindungi sebaik mungkin semasa tempoh tidak digunakan dengan menutup seluruh alat dengan penutup yang sesuai. Pengilang instrumen dan pembekal pasaran selepasnya menawarkan pelbagai penutup debu yang direka khas (lihat contoh dalam Gambar 1). Daripada beberapa jenis penutup plastik, yang diperbuat daripada bahan yang lebih lembut dan lebih fleksibel mungkin kurang terdedah kepada tarikan habuk. Penutup fabrik bebas lin juga tersedia, dan menyediakan penghalang habuk yang berkesan yang boleh meminimumkan keperluan untuk pembersihan.

Walaupun kos mikroskop gred penyelidikan moden boleh berkisar dari kira-kira beberapa puluh ribu hingga beberapa ratus ribu dolar, jika digunakan dan diselenggara dengan betul, komponen optik dan mekanikal asas instrumen boleh hidup lebih lama daripada beberapa generasi ahli mikroskop. Hanya jika instrumen digunakan dengan betul dan dikendalikan secara berkala, ia mampu menghasilkan data gambar terbaik. Teknik operasi dan penyelenggaraan yang cuai, tidak betul tidak hanya menghasilkan gambar yang tidak boleh dipercayai dan berkualiti rendah, tetapi menyebabkan produktiviti pada mikroskop menderita, dan jangka hayat instrumen menjadi sangat berkurang.

Thomas J. Fellers dan Michael W. Davidson - National High Magnetic Field Laboratory, 1800 East Paul Dirac Dr., The Florida State University, Tallahassee, Florida, 32310.


Arahan Pemasangan Slaid

Sebelum anda mula membina slaid anda, pastikan anda mempunyai semua yang anda perlukan, termasuk slaid, slip penutup, dropper atau pipet dan sebarang bahan kimia atau noda yang anda rancangkan untuk digunakan.

Anda akan menggunakan dua jenis slaid utama, 1) slaid kaca rata biasa, dan 2) slaid kemurungan atau telaga. Gelongsor telaga mempunyai sumur kecil, atau lekukan, di tengah untuk menahan setetes air atau bahan cair. Ia lebih mahal dan biasanya digunakan tanpa slip penutup.

Slaid standard boleh berupa plastik atau kaca dan berukuran 1 x 3 inci (25 x 75 mm) dan tebal 1 hingga 1.2 mm.

Slaid basah akan menggunakan slip penutup atau kaca penutup, sekeping kaca (atau plastik) yang sangat nipis dan diletakkan di atas titisan sampel. Tanpa penutup di tempat, ketegangan permukaan akan menyebabkan titisan tersebut berkumpul di kubah. Penutup memecahkan ketegangan ini, meratakan sampel dan membenarkan pemeriksaan yang sangat dekat dengan pemfokusan yang minimum. Penutup juga berfungsi untuk melindungi kanta objektif daripada mengganggu kejatuhan sampel.

GUNUNG

Terdapat empat cara biasa untuk memasang slaid mikroskop seperti yang dijelaskan di bawah:

Gunung Kering

Di tempat kering, spesimen diletakkan terus di slaid. Slip penutup boleh digunakan untuk mengekalkan spesimen di tempatnya dan untuk membantu melindungi kanta objektif. Pemasangan kering sesuai untuk spesimen seperti sampel debunga, rambut, bulu atau bahan tanaman.

Gunung Basah

Dalam lekapan basah, setitik air digunakan untuk menggantung spesimen antara gelongsor dan gelinciran penutup. Letakkan sampel pada slaid. Dengan menggunakan pipet, letakkan setetes air pada spesimen. Kemudian letakkan di tepi slip penutup di atas sampel dan turunkan penutup penutup dengan hati-hati menggunakan tusuk gigi atau yang serupa. Kaedah ini akan membantu mengelakkan gelembung udara daripada terperangkap di bawah slip penutup.

Objektif anda adalah untuk mempunyai air yang mencukupi untuk mengisi ruang antara slip penutup dan slaid. Sekiranya terdapat terlalu banyak air, slip penutup akan meluncur ke sekeliling. Ambil sehelai tuala kertas dan pegang dekat satu tepi slip penutup. Ini akan mengeluarkan sedikit air. Sekiranya terlalu kering, tambahkan setetes air di sebelah slip penutup. Amalkan ini sehingga anda terbiasa.

Pemasangan basah sesuai untuk mengkaji organisma terikat air seperti paramecium atau cecair badan seperti air liur, darah dan air kencing.

Bahagian Gunung

Di bahagian pemasangan, keratan rentas spesimen yang sangat tipis digunakan. Dengan menggunakan mikrotom, potong potongan tipis dari spesimen pilihan anda seperti bawang, dan pasangkannya dengan teliti pada slaid anda. Kemudian ikuti arahan untuk pemasangan kering atau basah. Noda sering boleh disapu langsung ke spesimen sebelum ditutup dengan penutup penutup.

Pemasangan bahagian sesuai untuk berguna untuk pelbagai jenis sampel seperti buah, sayur-sayuran dan pepejal lain yang dapat dipotong menjadi kepingan kecil.

Calit

Calitan dibuat dengan menyapu lapisan nipis spesimen dengan berhati-hati pada slaid dan kemudian menggunakan slip penutup. Biasanya, sapuan harus dibiarkan kering di udara sebelum menggunakan noda.

JERAGAT

Noda digunakan untuk membantu mengenal pasti pelbagai jenis sel menggunakan mikroskop cahaya. Mereka memberikan gambaran yang lebih kontras dan membolehkan sel diklasifikasikan mengikut bentuknya (morfologi). Dengan menggunakan pelbagai noda yang berlainan, anda secara selektif dapat mengotorkan kawasan yang berlainan seperti dinding sel, inti, atau keseluruhan sel. Noda juga boleh membantu membezakan antara sel hidup atau mati.

Noda cenderung dikelompokkan sebagai neutral, berasid atau asas, bergantung pada susunan kimianya dan akan menarik atau menghalau organisma yang berlainan. Sebagai contoh, saintis dan profesional kesihatan menggunakan Methylene Blue, pewarna yang sedikit beralkali, untuk mendedahkan kehadiran asid deoksiribonukleik, lebih dikenali sebagai DNA.

Jenis Noda

Iodin adalah salah satu pewarna yang lebih biasa didapati dan digunakan untuk mengenal pasti kanji dalam pelbagai sampel. Ia akan mengotorkan karbohidrat pada tumbuhan dan spesimen haiwan coklat atau biru-hitam. Glikogen akan kelihatan merah.

Biru Metilena adalah pewarna alkali yang berguna dalam mengenal pasti nukleus sel berasid dan DNA dalam haiwan, bakteria atau sampel darah. Ia juga berguna dalam akuarium untuk mencegah penyebaran jangkitan kulat pada ikan. Lihat lebih banyak maklumat & gt

Eosin Y adalah noda berasid yang berwarna merah jambu untuk sel alkali (contohnya sitoplasma). Ini berwarna merah untuk sel darah, sitoplasma dan membran sel. Kegunaan perubatan Eosin yang paling penting adalah dalam ujian darah dan sumsum tulang, termasuk smear PAP. Lihat butiran lanjut >

Noda Gram adalah salah satu proses yang paling kerap digunakan dalam mengenal pasti bakteria & ndash yang digunakan setiap hari di hospital. Ini adalah ujian utama yang cepat dan efektif membahagikan bakteria menjadi salah satu daripada dua jenis: Gram positif atau Gram negatif. Lihat lebih banyak maklumat & gt


Slip Penutup Mikroskop

Bagaimana anda tahu bila hendak menggunakan slip penutup mikroskop? Dan jika anda perlu menggunakannya, apakah ketebalan yang sesuai? Siaran ini akan menjawab semua soalan ini dan diharapkan dapat membantu anda mengetahui medium yang akan menghasilkan imej terbaik di bawah mikroskop yang berbeza.

Jenis mikroskop apa yang anda gunakan?

Soalan pertama yang harus anda jawab ialah jenis mikroskop yang anda gunakan? Beberapa mikroskop sama sekali tidak memerlukan penggunaan slip penutup. Di bawah ialah senarai pelbagai jenis mikroskop dan penggunaan slip penutupnya:

  • Mikroskop Stereo - apabila menggunakan mikroskop stereo anda tidak perlu menggunakan slip penutup. Sampel terletak terus pada peringkat mikroskop dan biasanya tidak diletakkan pada slaid mikroskop sama sekali.
  • Mikroskop Biologi Terbalik - Hidangan petri digunakan dengan mikroskop terbalik untuk memuatkan sampel hidup dalam cecair.Slip penutup tidak digunakan dengan hidangan Petri, tetapi ketebalan hidangan Petri boleh menjadi penting. Kami akan bercakap lebih lanjut mengenai perkara ini di bawah.
  • Mikroskop Metalurgi Terbalik - apabila menggunakan mikroskop metalurgi terbalik, sampel akan rata dan boleh digilap. Sampel diletakkan terus di atas pentas dan tidak ada slaid atau slip penutup yang digunakan.
  • Mikroskop Biologi Tegak (Mikroskop Sebatian) - Mikroskop biologi tegak kadang-kadang disebut sebagai mikroskop majmuk. Semasa menggunakan mikroskop biologi tegak, slaid dan penutup penutup digunakan.
  • Mikroskop Metalurgi Tegak - Mikroskop metalurgi tegak tidak memerlukan penggunaan slaid atau penutup penutup. Kadang-kadang digunakan jika sampel adalah serbuk dan mesti diratakan atau berisi, tetapi biasanya sampel diletakkan terus di atas panggung. Penapis penapis juga diletakkan terus di atas panggung di bawah mikroskop metalurgi tegak.
  • Mikroskop Polarisasi - mikroskop polarisasi boleh digunakan untuk melihat bahagian batu, mineral, atau bahkan bahan serbuk yang nipis. Bergantung pada sampel, slaid dan penutup penutup digunakan kadang-kadang untuk meratakan dan mengandungi sampel.

Apabila melihat bahagian atau calitan (biasanya bersifat biologi), ia mesti dilekatkan pada slaid. Sampel diawetkan atau disiapkan dengan medium (noda) dengan meletakkan penutup penutup di atas sampel pada slaid. Bahagian nipis sampel tumbuhan boleh diletakkan di atas gelongsor dengan titisan air dengan slip penutup di atas tumbuhan untuk meratakannya.

Lihat lensa objektif mikroskop yang ditunjukkan di sebelah kiri. Objektif ini adalah lensa objektif achromat pelan 20x dengan Aperture Numerik (NA) 0.45. Simbol infiniti memberitahu kita bahawa ia adalah kanta infiniti diperbetulkan dan selepas simbol ini kanta menunjukkan "0.17". Ini merujuk kepada ketebalan slip penutup.

Kanta objektif cahaya yang dihantar standard direka untuk penutup penutup 0.17mm antara sampel dan lensa. Slip penutup standard mempunyai ketebalan 0.13-0.16mm, dengan mempertimbangkan lapisan tambahan media penyisipan atau air yang diperhitungkan dalam hasil sampel memenuhi peraturan 0.17mm.

Semakin tinggi Apertur Berangka bagi kanta objektif, semakin tinggi kepekaan untuk sisihan daripada nilai pada kanta objektif. Sebagai contoh, lensa objektif 4x / 0.10 boleh digunakan dengan atau tanpa slip penutup dan tidak ada perbezaan yang akan diperhatikan. Tetapi jika lensa objektif dengan nilai 40x / 0,95 digunakan, setiap perubahan dari syarat slip penutup dapat menghasilkan gambar yang tidak jelas dan tajam. Dalam keadaan ini menggunakan ketebalan slip penutup yang sesuai, serta memastikan sampel dipotong dengan tepat pada bahagian nipis (tebal 1-5 mikron) akan menghasilkan gambar berkualiti tinggi yang paling jelas.

Selain itu, jika terlalu banyak larutan digunakan antara slip penutup dan slaid mikroskop (seperti noda atau cecair), ia boleh merosakkan gambar. Semasa menyiapkan slaid, dapat membantu memasukkan slip penutup ke dalam slaid dengan hujung jarum (untuk mengelakkan cap jari pada slaid sambil meratakannya), serta membersihkan cecair tambahan dengan tuala kertas yang diletakkan di tepi penutup tergelincir.

Beberapa lensa objektif akan ditandai dengan "0". Ini menunjukkan bahawa kanta objektif tidak memerlukan penggunaan slip penutup sama sekali. Di beberapa bidang, lensa objektif ini digunakan untuk menjimatkan masa dengan membuat penyediaan slaid lebih cepat.

Semasa menggunakan mikroskop biologi terbalik, piring Petri, termos atau piring telaga memegang sampel mikroskopi. Kapal ini mempunyai ketebalan 1mm di bahagian bawah. Oleh itu lensa objektif yang digunakan dengan kapal ini ditandakan dengan penunjuk 1.1mm. Tambahan 0.1mm datang daripada air atau medium agar dalam cawan Petri.

Oleh kerana jarak kerja yang lebih baik pada lensa objektif mikroskop terbalik, lensa tersebut tidak didorong ke resolusi maksimum (NA). Mikroskop terbalik dibina untuk meningkatkan kebebasan pengendalian yang disediakan dengan spesimen dan tidak dibuat untuk penilaian had resolusi. Jika anda ingin menggunakan kanta objektif 0.17mm pada mikroskop terbalik, pastikan anda menggunakan cawan Petri dengan bahagian bawah kaca 0.17mm, atau anda boleh memusingkan slaid kaca. Sudah tentu jika anda menggunakan slaid yang mengandungi cecair, membalikkannya tidak akan bermanfaat.

Pada masa berikutnya anda menyediakan sampel untuk mikroskop anda, lihat lensa objektif dan pastikan anda menggunakan ketebalan penutup penutup yang sesuai untuk lensa.

Sekiranya anda mempunyai pertanyaan mengenai slip penutup mikroskop dan mendapatkan gambar terbaik dengan lensa objektif anda, hubungi Mikroskop Dunia dan kami dengan senang hati akan membantu.


3 - 1 Penggunaan mikroskop

Mikroskop, seperti yang ditunjukkan dalam Gambar 3-1, adalah salah satu instrumen terpenting yang digunakan oleh ahli mikrobiologi. Untuk mengkaji ciri-ciri morfologi dan pewarnaan mikroorganisma seperti bakteria, ragi, jamur, alga dan protozoa, anda mesti dapat menggunakan mikroskop dengan betul.

Rajah 3.1. Mikroskop cahaya. Mikroskop cahaya moden. Ini adalah contoh jenis yang digunakan di makmal pengajaran di University of Wisconsin-Madison. Pelbagai bahagian mikroskop dilabelkan. Luangkan masa untuk membiasakan diri dengan nama mereka.

Mikroskop kompaun yang digunakan dalam mikrobiologi adalah alat ketepatan bahagian mekanikalnya, seperti tahap mekanikal yang dikalibrasi dan tombol penyesuaian, mudah rosak, dan semua lensa, terutama objektif rendaman minyak, halus dan mahal. Kendalikan instrumen dengan berhati-hati dan pastikan ia bersih.

Mikroskop pada dasarnya adalah sistem optik (untuk pembesaran) dan sistem pencahayaan (untuk menjadikan spesimen kelihatan). Untuk membantu memahami fungsi pelbagai bahagian mikroskop, kita akan mengikuti sinar cahaya semasa ia berjalan melalui mikroskop dari sumber cahaya, melalui kanta, sehingga ke mata. Rajah 3-8 mengesan jalan cahaya melalui bahagian mikroskop

Rajah 3.8. Laluan cahaya melalui mikroskop. Mikroskop moden adalah instrumen ketepatan yang kompleks. Cahaya, yang berasal dari sumber cahaya (1), difokuskan oleh kondensor (2) ke spesimen (3). Cahaya kemudian memasuki lensa objektif (4) dan gambar diperbesar. Cahaya kemudiannya melalui satu siri prisma kaca dan cermin, akhirnya memasuki kanta mata (5) di mana ia diperbesarkan lagi, akhirnya sampai ke mata.

Pertama, mari kita pertimbangkan ciri utama semua mikroskop, sumber cahaya. Pencahayaan yang betul sangat penting untuk penggunaan mikroskop yang berkesan. Lampu filamen tungsten biasanya berfungsi sebagai sumber pencahayaan. Sekiranya pencahayaan dipantulkan digunakan, lampu yang terpisah memberikan pancaran cahaya fokus yang dipantulkan ke atas melalui lensa kondensor oleh cermin.

Cahaya dari sumber pencahayaan disalurkan melalui kondensor bawah tanah. Kondensor berfungsi untuk dua tujuan iaitu mengatur jumlah cahaya yang mencapai spesimen dan memfokuskan cahaya yang datang dari sumber cahaya. Apabila pembesaran kanta objektif meningkat, lebih banyak cahaya diperlukan. Diafragma iris (terletak di kondensor), mengatur jumlah cahaya yang mencapai spesimen. Kondensor juga mengumpulkan sekumpulan cahaya yang dihasilkan oleh sumber cahaya dan memfokuskannya pada kawasan kecil spesimen yang sedang diperhatikan.

Cahaya kemudiannya melewati slaid dan ke dalam kanta objektif di mana pembesaran pertama imej berlaku. Pembesaran meningkatkan ukuran jelas objek. Dalam mikroskop cahaya kompaun dua kanta, satu berhampiran peringkat dipanggil kanta objektif dan satu lagi dalam kanta mata, membesarkan sampel. Daya pembesar lensa objektif terukir pada pelekap lensa. Mikroskop di kebanyakan makmal mikrobiologi mempunyai tiga lensa objektif: lensa objektif daya rendah (10X), lensa objektif kering tinggi (40X) dan lensa objektif rendaman minyak (100X). Kanta objektif yang diingini diputarkan ke posisi kerja dengan menggunakan lubang hidung berputar.

Di kedua-dua sisi pangkal mikroskop terdapat tombol pengatur arah dan penyesuaian halus, yang digunakan untuk menjadikan gambar menjadi fokus. Putaran tombol ini akan menggerakkan spesimen dan objektif lebih dekat atau lebih jauh. Penyesuaian kasar menggerakkan lubang hidung secara bertahap dan membawa spesimen menjadi fokus yang hampir. Pelarasan halus menggerakkan bahagian hidung dengan lebih perlahan untuk pemfokusan akhir yang tepat. Dalam beberapa mikroskop, putaran tombol penyesuaian halus dan arah akan menggerakkan pentas dan bukannya bahagian hidung.

Pembesaran sahaja bukan satu-satunya tujuan mikroskop. Gambar yang diberikan dapat diperbesarkan dengan setia tanpa menunjukkan peningkatan secara terperinci. Ukuran sebenar mikroskop adalah daya penyelesaiannya. Kuasa penyelesaian lensa adalah kemampuannya untuk mengungkapkan perincian halus dan menjadikan objek kecil dapat dilihat dengan jelas. Ia diukur dari segi jarak terkecil antara dua titik atau garis di mana ia kelihatan sebagai entiti yang terpisah dan bukannya satu gambar kabur. Kuasa penyelesaian kanta objektif, yang terukir pada kanta, membolehkan kita meramalkan kanta objektif yang harus digunakan untuk memerhati spesimen yang diberikan. Namun, dengan resolusi yang baik di mikroskop tidak menjamin imej yang dapat dilihat, daya penyelesaian mata manusia agak terhad. Selalunya pembesaran lebih lanjut diperlukan untuk mendapatkan imej yang baik.

Apabila kanta objektif rendaman minyak sedang digunakan, perbezaan antara keupayaan lentur cahaya (atau indeks biasan medium yang memegang sampel) dan kanta objektif menjadi penting. Oleh kerana indeks biasan udara kurang dari kaca, sinar cahaya dibengkokkan atau dibiaskan ketika mereka meluncur dari slaid mikroskop ke udara, seperti yang ditunjukkan pada Gambar 3-9. Kebanyakan sinaran cahaya ini dibiaskan pada sudut yang sangat besar sehingga terlepas sepenuhnya dari kanta objektif. Kehilangan cahaya ini sangat teruk sehingga gambar mengalami penurunan yang ketara. Menempatkan setetes minyak rendaman, yang memiliki indeks biasan yang serupa dengan kaca, antara slaid dan lensa objektif menurunkan pembiasan ini, dan meningkatkan jumlah cahaya yang mengalir dari spesimen ke lensa objektif. Ini menghasilkan resolusi yang lebih besar dan imej yang lebih jelas.

Rajah 3.9. Pembiasan cahaya pada 100X. Cahaya yang keluar dari slaid, ke udara, ke arah lensa objektif dibiaskan, kerana perbezaan indeks biasan antara udara dan kaca. Walaupun punca lenturan oleh perbezaan ini tidak penting pada 100X dan 400X, pada 1000X pembiasan ini bermasalah, menyebabkan imej kabur dan kehilangan cahaya yang ketara. Minyak rendaman mempunyai indeks biasan yang sangat serupa dengan kaca. Penempatan setetes minyak di antara lensa objektif dan slaid menghalang lenturan sinar cahaya dan memperjelas gambar. Garis putus-putus biru mewakili sinar cahaya yang berpotensi jika minyak rendaman tidak ada. Garis putus-putus merah mewakili sinar cahaya jika terdapat minyak rendaman.

Imej spesimen berterusan melalui serangkaian cermin dan / atau prisma yang membengkokkannya ke arah lensa mata. Pembesaran lebih lanjut berlaku pada lensa mata menghasilkan apa yang disebut imej maya. Jumlah pembesaran adalah sama dengan produk pembesaran kanta mata dan pembesaran objektif. Lensa lensa mata yang paling kerap diperbesar 10 kali ganda sehingga menghasilkan pembesaran total 100, 400, atau 1000X, bergantung pada objektif mana yang ada. Banyak mikroskop moden juga mempunyai lensa mata yang dapat difokuskan untuk mengimbangi perbezaan antara individu dan bahkan antara mata individu. Pelarasan ini adalah penting dan diterangkan di bawah.

3 - 2 Prosedur operasi

Di bawah ini kami menerangkan arahan terperinci untuk penggunaan mikroskop. Ini akan memberi anda penghargaan terhadap operasi mereka. Petunjuk ini ditulis secara umum, tetapi mungkin perlu bagi pengajar anda untuk membuat pengubahsuaian untuk mikroskop tepat yang anda gunakan. Mikroskop cahaya yang digunakan dalam makmal pengajaran direka untuk kemudahan penggunaan dan dengan beberapa amalan harus menjadi automatik.

Naikkan bahagian hidung menggunakan kenop pelarasan kursus. Ini memberikan akses yang lebih besar untuk meletakkan slaid di atas pentas.

Putar bahagian hidung sehingga lensa objektif 10X berada dalam kedudukan operasi.

Buka diafragma iris kira-kira separuh jalan.

Hidupkan pencahayaan dalam-dasar dengan menekan suis tekan-tekan.

Letakkan slaid spesimen bernoda di atas panggung dan dengan mata kasar meletakkan spesimen tepat di atas pusat kondensor.

Gunakan roda jari di bawah eyepieces untuk menyesuaikan jarak interpupillary antara kedua eyepieces. Ini penting untuk dapat melihat spesimen dengan kedua mata, memaksimumkan kualiti gambar dan mencegah keletihan dari penggunaan satu mata yang berpanjangan.

Gerakkan kondensor mikroskop dengan menggunakan kenop penyesuaian kondensor sehingga bahagian atas kondensor hampir berada pada kedudukan tertinggi. Harus ada cukup ruang untuk meluncurkan sehelai kertas antara pentas dan kondensor, tetapi tidak lebih. Ini akan memfokuskan cahaya pada slaid.

Putar tombol pelarasan kasar mengikut arah jam untuk membawa objektif 10X lebih dekat ke slaid. Lihat melalui lensa mata dan, tanpa mengganggu tetapan penyesuaian kasar, putar perlahan tombol penyesuaian halus sehingga spesimen berada dalam fokus secepat mungkin.

Tiub kanta mata kiri boleh difokuskan untuk mengimbangi perbezaan pembiasan mata. Prosedur yang betul adalah dengan membawa spesimen ke fokus yang tajam walaupun hanya pada pandangan mata kanan. Kemudian fokus untuk mata kiri dengan memusingkan kolar tiub mata kiri sepenuhnya mengikut lawan jam. Seterusnya, sambil melihat spesimen dengan mata kiri hanya putar kerah berliku mengikut arah jam sehingga spesimen berada dalam fokus tajam. Jangan pasangkan kenop pelarasan halus semasa prosedur ini.

Tanggalkan kanta mata untuk melihat apertur belakang kanta objektif. Tutup diafragma iris kondensor, kemudian buka semula sehingga daun diafragma hilang dari pandangan. Ganti cermin mata dan lihat spesimen. Diafragma iris mungkin ditutup sedikit untuk meningkatkan kontras, terutama ketika melihat spesimen yang tidak berwarna.

Spesimen yang tidak dicemari hanya mempunyai kontras yang minimum dengan persekitaran sekelilingnya. Akibatnya mereka biasanya dapat dilihat dengan lebih berkesan dengan menetapkan diafragma pada atau dekat minimum pembukaan. Mengurangkan pengaturan diafragma meningkatkan definisi, kontras, dan kedalaman fokus tetapi memperkenalkan masalah difraksi dan penyelesaian pengorbanan. Main dengan tetapan diafragma dan pilih kompromi terbaik berdasarkan percubaan dan kesilapan.

Setelah spesimen berada dalam fokus tajam menggunakan lensa objektif 10X, maka mungkin untuk memutar bahagian hidung ke lensa objektif 40X tanpa mengubah kedudukan tombol penyesuaian kasar. Pemfokusan semula sangat sedikit dengan tombol penyesuaian halus diperlukan kerana kebanyakan lensa objektif mikroskop cahaya adalah parfocal. Ingat bahawa tetapan diafragma iris mesti diubah untuk membolehkan lebih banyak cahaya melewati walaupun sampel ketika pembesaran meningkat.

Jika spesimen ingin dilihat menggunakan kanta rendaman minyak 100X, minyak rendaman mesti disapu pada slaid.

Putar lensa objektif 40X sedikit ke sisi sehingga setetes minyak rendaman boleh diletakkan pada spesimen tanpa meletakkannya pada lensa 40X.

Letakkan setetes minyak rendaman di tengah bulatan cahaya yang terbentuk pada slaid spesimen.

Pusingkan bahagian hidung dengan berhati-hati sehingga kanta objektif 100X terpasang pada tempatnya. Lensa objektif mestilah di dalam minyak tetapi tidak boleh menyentuh slaid.

Tingkatkan keamatan cahaya seperti yang diperlukan dan putar tombol pelarasan halus untuk mendapatkan fokus tajam spesimen. Sekiranya perlu, lakukan penyesuaian lebih lanjut untuk mendapatkan pencahayaan yang optimum.

Sekiranya mikroskop tidak berpusat, anda perlu menurunkan lensa objektif sedekat mungkin dengan slaid tanpa menyentuhnya. Ini dilakukan hanya semasa melihat kanta dan slaid dari sisi mikroskop. Pandangkan spesimen dengan menaikkan lensa objektif dengan perlahan dengan tombol penyesuaian kasar. Seterusnya, fokus dengan tombol penyesuaian halus dan atur pencahayaan jika perlu. Sekiranya ini tidak berjaya pada kali pertama, ulangi keseluruhan prosedur.

Dalam kebanyakan kes, penyediaan perlu diperhatikan hanya di bawah kanta rendaman minyak. Dalam kes ini, cari spesimen terlebih dahulu dan pusatkannya di lapangan dengan lensa objektif daya rendah. Kemudian tambahkan minyak dan putar lensa objektif rendaman minyak ke kedudukannya.

3 - 3 Masalah Umum

Masalah tertentu nyata atau nyata, mungkin dihadapi semasa mengendalikan mikroskop anda. Berikut adalah panduan menembak masalah untuk membantu anda sekiranya anda menghadapi kesukaran untuk memfokuskan sampel.

Sampel boleh difokuskan pada 10X, tetapi sukar dijumpai atau kabur pada 40X.

Ini selalunya disebabkan oleh minyak rendaman pada kanta 40X. Lap lensa 40X dengan kertas lensa untuk mengeluarkan minyak dan memfokuskan semula. Ini dapat dicegah dengan tidak pernah melihat spesimen dengan objektif 40X setelah menambahkan minyak rendaman ke slaid.

Sampel boleh difokuskan pada 10X tetapi apabila kanta 40X diputar pada tempatnya ia menyentuh slaid.

Dalam kebanyakan kes, ini disebabkan oleh slaid diletakkan di atas pentas terbalik the ¢ € dengan smear menghadap ke atas panggung. Periksa slaid anda dengan teliti untuk memastikan ia diletakkan di atas pentas dengan betul.

Tombol penyesuaian halus tidak berpusing ke arah yang diperlukan untuk fokus tajam.

Ini menunjukkan bahawa ia telah beralih ke batas utasnya, sama ada ke atas atau ke bawah, mengikut keadaan yang berkenaan. Skrukannya kembali kepada kira-kira separuh jarak benang (Kira-kira empat pusingan), gunakan pelarasan kasar untuk menaikkan atau menurunkan kanta objektif secukupnya untuk memaparkan spesimen kemudian fokus semula dengan pelarasan halus.

Apa yang saya lihat tidak kelihatan seperti bakteria.

Periksa untuk memastikan anda berada di bidang fokus yang betul bahawa anda memfokus pada smear dan bukan debu pada lensa. Untuk mengesahkan ini, gerakkan slaid sambil melihatnya. Apa-apa sahaja dalam smear harus bergerak dalam bidang pandangan.

Apa yang saya lihat tidak kelihatan seperti bakteria. Bahagian II

Sekiranya anda berada di bidang fokus, mungkin ada masalah dengan persiapan smear. Adakah anda terlalu panas membaiki? Adakah jumlah budaya yang diterapkan mencukupi? Adakah anda mengotorkan slaid dengan betul? Banyak masalah mikroskop yang jelas disebabkan oleh penyediaan slaid yang buruk.

3 - 4 Penjagaan mikroskop yang betul

Peraturan, peringatan dan petunjuk pemeliharaan berikut akan membantu menjaga mikroskop anda dalam keadaan operasi yang baik.

Gunakan kedua tangan semasa membawa mikroskop: yang satu memegang lengan mikroskop dengan kuat dengan yang lain di bawah pangkal. Elakkan kacau mikroskop anda.

Untuk menjaga kebersihan sistem mikroskop dan lensa:

Jangan sekali-kali menyentuh kanta. Sekiranya kanta menjadi kotor, lap dengan lembut dengan tisu lensa.

Sekiranya bintik-bintik kabur muncul di bidang pandangan, ini mungkin disebabkan oleh serat atau noda pada bahagian mata. Jika bintik-bintik bergerak semasa memutarkan kanta mata, habuk berada pada kanta mata dan membersihkan kanta luar kanta mata adalah teratur. Sekiranya kualiti gambar ditingkatkan dengan menukar lensa objektif, bersihkan lensa objektif dengan kertas lensa.

Jangan tinggalkan slaid pada mikroskop semasa tidak digunakan.

Selalu keluarkan minyak dari lensa objektif rendaman minyak selepas penggunaannya.Sekiranya minyak tidak sengaja menggunakan salah satu lensa objektif kuasa rendah, segera lap dengan tisu lensa.

Pastikan peringkat mikroskop bersih dan kering. Jika ada cecair yang tertumpah, keringkan pentas dengan sekeping kain tipis. Jika minyak naik ke atas pentas, lembapkan sekeping kain katun dengan xylol dan bersihkan pentas, kemudian lap sehingga kering.

Apabila tidak digunakan, simpan mikroskop anda di dalam kabinetnya. Letakkan lensa objektif daya rendah ke kedudukan pada titik terendah di atas pentas. Pastikan peringkat mekanikal tidak melepasi tepi peringkat mikroskop. Balutkan kord elektrik di sekeliling tapak.

Untuk mengelakkan pecah mikroskop:

Jangan sekali-kali memaksa penyesuaian. Semua penyesuaian harus dilakukan dengan bebas dan mudah. Sekiranya ada yang tidak berfungsi dengan betul, jangan cuba memperbaikinya sendiri, segera maklumkan kepada pengajar anda.

Jangan sesekali membiarkan lensa objektif tersekat atau menyentuh slaid atau penutup penutup.

Jangan sekali-kali fokus ke bawah dengan penyesuaian kasar semasa anda melihat melalui mikroskop. Sentiasa condongkan kepala anda ke sisi dengan mata yang selari dengan slaid dan perhatikan objektif semasa anda mendekatkannya ke slaid. Ini akan menghalang anda daripada memecahkan objektif ke dalam slaid.

Jangan sekali-kali menukar lensa objektif atau lensa mata mikroskop yang berbeza, dan jangan sekali-kali mengeluarkan lensa depan dari lensa objektif.

Jangan sekali-kali cuba membawa dua mikroskop pada satu masa

Jika anda mengikuti peraturan ini, anda tidak akan menghadapi masalah dengan mikroskop anda.

3 - 5 Mewarna mikroorganisma

Pengenalpastian awal bakteria biasanya berdasarkan morfologi dan kumpulan sel mereka dan cara mereka bertindak balas terhadap prosedur pewarnaan tertentu. Tujuan bahagian ini adalah untuk menunjukkan beberapa tindak balas pewarnaan biasa yang digunakan untuk mengkategorikan mikroorganisma.

Rajah 3.2. Calitan bakteria yang tidak dicemari. Bakteria yang tidak ternoda kebanyakannya diperbuat daripada air dan hampir lutsinar apabila dilihat melalui mikroskop cahaya (gambar di sebelah kiri). Ambil perhatian bahawa kebanyakan mikrob tidak kelihatan, tetapi spesifikasi habuk di tengah-tengah medan pandangan kelihatan. Noda melekat pada muatan bakteria positif dan negatif, tetapi tidak mudah mengikat latar belakang slaid. Oleh itu, mereka membezakan mikroba dari persekitarannya. Bakteria berwarna ditunjukkan pada 40X dan 100X di panel tengah dan kanan.

Bakteria tidak berwarna praktikal telus apabila dilihat menggunakan mikroskop cahaya dan sukar dilihat seperti yang ditunjukkan dalam Rajah 3-2. Perkembangan pewarna untuk mengotorkan mikroorganisma merupakan kemajuan penting dalam mikrobiologi. Noda berfungsi untuk beberapa tujuan:

Kotoran membezakan mikroorganisma daripada persekitaran sekelilingnya

Mereka membenarkan pemerhatian terperinci struktur mikrob pada pembesaran tinggi

Protokol pewarnaan tertentu dapat membantu membezakan antara pelbagai jenis mikroorganisma.

Kebanyakan pewarna terdiri daripada dua kumpulan kimia berfungsi seperti yang ditunjukkan dalam Rajah 3-3. Kumpulan kromofor, yang memberikan pewarna warna ciri mereka dan kumpulan auksokrom, mengandungi struktur kimia terion, yang membantu melarutkan pewarna dan memudahkan pengikatan pada bahagian mikroorganisma yang berlainan. Sebelum ini, pewarna dikelaskan sebagai berasid atau asas, bergantung kepada sama ada pigmen bercas negatif atau positif pada pH neutral. Lebih tepat lagi, pewarna boleh dirujuk sebagai anionik (-) atau kationik (+) dan inilah konvensyen yang akan digunakan dalam manual ini. Pewarna kationik (kristal ungu, biru metilena) akan bertindak balas dengan kumpulan bakteria yang mempunyai muatan negatif. Pewarna anionik (eosin, nigrosin) akan bertindak balas dengan kumpulan yang mempunyai cas positif. Oleh kerana kebanyakan bakteria mempunyai banyak kumpulan positif dan negatif dalam dinding selnya dan permukaan lain, mereka akan bertindak balas dengan kedua-dua pewarna kationik dan anionik.

Rajah 3.3. Struktur violet kristal. Kumpulan auxochrome violet kristal adalah karbon terisi di tengah molekul. Ini biasanya dinetralkan oleh ion Cl. Kumpulan kromofor terdiri daripada tiga gelang benzena dan karbon pusat. Struktur ini mudah menyerap cahaya.

Protokol pewarnaan boleh dibahagikan kepada 3 jenis asas, sederhana, pembezaan, dan khusus. Noda mudah bertindak balas secara seragam dengan semua mikroorganisma dan hanya membezakan organisma daripada persekitarannya. Noda perbezaan membezakan antara pelbagai bakteria, bergantung pada komposisi kimia atau fizikal mikroorganisma. Noda Gram adalah contoh noda pembezaan. Noda khusus mengesan struktur sel tertentu seperti flagela dan endospora.

3 - 6 Penyediaan Sapuan Bakteria untuk Pewarnaan

Sebelum mengotorkan dan memerhati mikrob di bawah mikroskop, sapuan mesti disediakan. Matlamat penyediaan smear adalah untuk meletakkan kepekatan sel yang sesuai pada slaid dan kemudian menyemennya di sana supaya ia tidak tercuci semasa prosedur pewarnaan berikutnya. Rajah 3-4 menunjukkan persiapan smear.

Calitan terbaik dibuat daripada bakteria yang telah tumbuh pada permukaan pepejal seperti agar slant atau plat. Sedikit pertumbuhan daripada kultur dicampurkan dengan air suling atau paip untuk membentuk larutan yang sedikit keruh dan ini dihamparkan pada slaid bebas gris yang bersih. Apabila mengotorkan kultur sup, setitik air rebusan dipindahkan terus ke slaid, tanpa menggunakan air tambahan. Prosedur untuk membuat smear adalah seperti berikut:

Sekiranya lebih dari satu budaya diperiksa menggunakan noda yang sama, adalah mungkin untuk menyiapkan hingga 6 smear pada slaid yang sama. Sebelum menyediakan slaid, bahagikannya kepada bilangan bahagian yang sesuai dan labelkan setiap bahagian dengan jelas di bahagian bawah slaid.

Sekiranya budaya anda telah ditanam di atas agar-agar atau piring agar. Letakkan setetes kecil air di slaid bersih dan bebas minyak. Seterusnya, dengan menggunakan gelung steril atau jarum dawai lurus, pindahkan sedikit pertumbuhan ke titisan air dan gosokkan jarum di sekitarnya sehingga bahan diemulsi secara merata. Sebarkan titisan ke atas bahagian slaid untuk membuat filem nipis. Suspensi hanya sedikit keruh.

Sekiranya anda menggunakan kultur kaldu, kultur kuah mestilah mempunyai kekeruhan yang jelas. Pindahkan sebilangan besar kultur dari kuahnya ke atas slaid bebas gris yang bersih. Sebarkan titisan ke atas bahagian slaid untuk membuat filem nipis.

Benarkan filem kering di udara. Untuk mendapatkan noda yang baik, adalah penting untuk membiarkan sapuan kering sepenuhnya. Air berlebihan yang tersisa di slaid akan mendidih semasa peringkat penetapan, menyebabkan kebanyakan mikroba yang ada pecah. Tergesa-gesa langkah ini akan mengakibatkan noda akhir yang buruk.

Setelah kering, "betulkan" smear pada slaid dengan melepasi bahagian bawah slaid melalui hujung nyalaan penunu beberapa kali selama satu saat. Selepas membetulkan haba, sentuh bahagian gelongsor yang dipanaskan ke tangan anda. Ia mestilah hangat, tetapi tidak panas.

Berhati-hatilah agar tidak terlalu baik (smear akan hilang) atau terlalu panas (sel akan pecah atau memutarbelitkan) slaid. Jumlah penetapan haba yang betul dipelajari berdasarkan pengalaman.

Biarkan smear sejuk dan sapukan noda.

3 - 7 Noda Mudah

Dengan noda sederhana, smear diwarnai dengan larutan pewarna tunggal yang mengotorkan semua sel dengan warna yang sama. Pembezaan jenis atau struktur sel bukanlah objektif pewarnaan mudah. Walau bagaimanapun, struktur tertentu yang tidak diwarnai dengan kaedah ini dapat dilihat dengan mudah, contohnya, endospora dan kemasukan lipid.

Noda sederhana sangat baik. Satu membuat calitan dan menggunakan satu noda pada gelongsor. Di bawah adalah prosedur untuk noda mudah.

Sediakan dan betulkan haba sapuan organisma yang akan dikaji.

Tutup smear dengan larutan pewarna. Sekiranya kristal ungu atau safranin digunakan, biarkan satu minit untuk pewarnaan. Penggunaan metilena biru memerlukan 3-5 minit untuk mencapai pewarnaan yang baik.

Basuh pewarna dengan berhati-hati dengan air paip dan keringkan gelongsor dengan kertas lap, pad kertas penyerap atau tuala kertas.

Tiga langkah, sekarang bukankah semudah itu?

Filem di atas menunjukkan noda sederhana.

Gambar 3-10 menunjukkan mikrograf cahaya seperti apa noda sederhana.

Rajah 3.10. Noda Sederhana. Photomicrograph dari noda sederhana pada pembesaran 1000X. Perhatikan bahawa semua sel, tanpa mengira spesies atau pembinaan dinding sel, mengotorkan warna yang sama.

3 - 8 Pewarnaan Gram

Noda Gram, yang dilakukan dengan betul, membezakan hampir semua bakteria menjadi dua kumpulan utama. Sebagai contoh, satu kumpulan, bakteria gram-positif, termasuk agen penyebab penyakit difteria, antraks, tetanus, demam merah, dan beberapa bentuk radang paru-paru dan radang amandel. Kumpulan kedua, bakteria gram-negatif, termasuk organisma yang menyebabkan demam kepialu, disentri, gonorea dan batuk kokol. Dalam Bakteria tindak balas terhadap reagen pewarna Gram dijelaskan oleh struktur dinding sel yang berbeza. Mikrob Gram-positif mempunyai dinding sel yang lebih tebal, manakala yang terdapat dalam mikrob Gram-negatif adalah lebih nipis. Mikrob dari domain Archaea mengandungi struktur dinding sel yang berbeza daripada yang dilihat dalam mikrob yang biasa ditemui dalam makmal (domain Bakteria). Namun, mereka masih akan mempunyai tindak balas noda spesifik Gram, walaupun struktur makromolekul yang mendasarinya berbeza.

Pewarnaan Gram adalah salah satu daripada pewarnaan pembezaan yang paling berguna dalam bakteriologi, termasuk bakteriologi perubatan diagnostik. Kesan pewarnaan pembezaan berkorelasi dengan perbezaan dalam struktur dinding sel mikroorganisma (sekurang-kurangnya Bakteria, tetapi bukan Archaea seperti yang dinyatakan di atas). Untuk mendapatkan hasil yang boleh dipercayai, adalah penting untuk mengambil langkah berjaga-jaga berikut:

Budaya yang harus diwarnai harus muda - diinkubasi dalam kaldu atau pada medium pekat sehingga pertumbuhannya hanya dapat dilihat (berumur tidak lebih dari 12 hingga 18 jam jika mungkin). Kultur lama beberapa bakteria gram positif akan kelihatan Gram negatif. Hal ini berlaku terutamanya untuk bakteria pembentuk endospora, seperti spesies dari genus Bacillus. Di kelas ini, banyak budaya akan berkembang lebih dari 2 hari. Bagi kebanyakan bakteria ini tidak menjadi masalah, tetapi ketahuilah bahawa beberapa ciri pewarnaan budaya boleh berubah!

Apabila boleh dilaksanakan, kultur yang akan diwarnai harus ditanam pada medium bebas gula. Banyak organisma menghasilkan sejumlah besar bahan kapsul atau lendir dengan kehadiran karbohidrat tertentu. Ini boleh mengganggu penyahwarnaan, dan organisma Gram-negatif tertentu seperti Klebsiella boleh muncul sebagai campuran sel merah jambu dan ungu.

Prosedur pewarnaan gram

Di bawah adalah prosedur yang berfungsi dengan baik di makmal pengajaran.

Tutup slaid dengan pewarna kristal violet dan tunggu satu minit.

Selepas satu minit, basuh noda (perlahan-lahan!) dengan jumlah air paip minimum. Tiriskan sebahagian besar air dan teruskan ke langkah seterusnya. Ia mungkin membantu untuk memegang slaid secara menegak dan menyentuh sudut bawah pada tuala kertas atau kertas lap.

Tutup slaid dengan larutan iodin selama satu minit. Iodin bertindak sebagai pengikat (fixer) dan akan membentuk kompleks dengan kristal violet, membetulkannya ke dalam sel.

Bilas sebentar dengan air paip.

Miringkan slaid memanjang ke atas sink dan sapukan larutan pewarna alkohol-aseton (jatuh ke bawah) sehingga larutan membasuh seluruh slaid dari satu hujung ke ujung yang lain. Semua smear pada slaid harus dirawat dengan teliti dan sama dalam prosedur ini. Proseskan sampel dengan cara ini selama kira-kira 2-5 saat dan segera bilas dengan air paip. Prosedur ini akan menghilangkan warna sel dengan dinding sel jenis Gram negatif tetapi tidak dengan sel dinding jenis gram positif, sebagai peraturan umum. Tiriskan sebahagian besar air dan teruskan.

Oleh kerana sel gram-negatif yang dinyahwarna perlu diwarnakan untuk kelihatan, tutup slaid dengan pewarna balas safranin selama 30 saat hingga satu minit.

Bilas sebentar dan gosokkan slaid sehingga kering. Catat setiap kultur sebagai Gram positif (sel ungu) atau Gram negatif (sel merah jambu).

Video di atas menunjukkan prosedur pewarnaan Gram, manakala Rajah 3-11 menunjukkan keputusan pewarnaan Gram untuk bakteria gram-positif dan gram-negatif negatif.

Rajah 3.11. Noda Gram. Fotomikrograf bakteria gram-positif dan gram-negatif. Perhatikan bahawa reaksi Gram bergantung pada struktur dinding sel. A) E coli rod gram-negatif biasa yang terdapat dalam kolon. B) Staphylococcus epidermidis kokus gram positif yang terdapat pada kulit. C) Bacillus cereus batang gram positif yang terdapat di dalam tanah.

3 - 9 The Endospore Stain

Sel dari Bacillus, Desulfotomaculum dan Clostridium (dan beberapa genera lain, yang kurang dikenali - lihat Manual Bergey's) mungkin, sebagai tindak balas terhadap keterbatasan nutrien, dapat mengembangkan endospora yang mempunyai ketahanan yang luar biasa terhadap panas, kekeringan, penyinaran dan banyak agen kimia. Setiap sel hanya boleh menghasilkan satu endospora. Oleh itu, ia bukan spora pembiakan seperti yang dilihat oleh beberapa organisma seperti Streptomyces dan kebanyakan acuan. Endospora pada asasnya adalah sel khusus, mengandungi pelengkap penuh DNA dan banyak protein, tetapi sedikit air. Dehidrasi ini menyumbang kepada rintangan spora dan menjadikannya tidak aktif secara metabolik. Endospora berkembang dalam kedudukan ciri (untuk spesiesnya) dalam sel vegetatif. Akhirnya sel lisis, melepaskan endospora bebas.

Prosedur Pewarnaan Endospore

Noda endospora memerlukan haba untuk memacu noda ke dalam sel. Untuk kesan endospora berjaya, suhu noda mestilah hampir mendidih dan noda tidak boleh kering. Kebanyakan kesan endospora yang gagal berlaku kerana noda telah dibenarkan untuk menguap sepenuhnya semasa prosedur.

Letakkan slaid panas-panas di atas mandian air yang kukus dan letakkan sehelai kertas pelekap di atas kawasan smear. Kertas lekapan harus menutupi permukaan smear sepenuhnya, tetapi tidak boleh melekat di tepi slaid. Sekiranya melekat di tepi, noda akan mengalir di tepi slaid dengan tindakan kapilari dan membuat kekacauan.

Tepu kertas pelekap dengan larutan malachite hijau 5-6%. Biarkan wap memanaskan slaid selama lima minit, dan isikan semula noda jika kelihatan kering.

Sejukkan slaid ke suhu bilik. Bilas dengan teliti dan berhati-hati dengan air paip.

Sapukan safranin selama satu minit. Bilas dengan bersih tetapi sebentar dengan air paip, keringkan dan periksa. Endospora matang berwarna hijau sama ada bebas atau dalam sel vegetatif. Sel vegetatif mengotorkan merah jambu hingga merah.

Video di atas menunjukkan kesan endospora

Rajah 3-12 menunjukkan fotomikrograf bagi pewarnaan endospora.

Rajah 3.12. Noda Endospora. Fotomikrograf noda enodspora. Spora yang terdapat dalam gambar berwarna hijau, manakala sel vegetatif berwarna merah. A) Staphylococcus epdiermidis yang tidak membentuk endospora. B) Batang pembentuk endospora, Bacillus cereus.

3 - 11 Amalkan pewarnaan

Dalam kajian dan pengenalpastian bakteria, mikroskop sangat diperlukan! Rangkaian pemerhatian mikro-scopik dalam latihan ini dirancang untuk menggambarkan bagaimana bakteria dapat dilihat secara individu dalam bentuk asasnya, sel. Tempoh kedua dan ketiga di sini bertepatan dengan Eksperimen 1 di mana organisma yang diasingkan oleh pelajar diperiksa secara mikroskopik (dan boleh didapati lebih menarik daripada yang disediakan dalam latihan ini!).

Tempoh 1

Bahan

Infusi jerami dan pelbagai barangan lain dari alam semula jadi

Luncurkan dengan calitan Bacillus cereus dan Staphylococcus epidermidis

Noda mudah.

  1. Anda dibekalkan dengan slaid mikroskop dengan dua smear. Ikuti arahan untuk mikroskopi dan pewarnaan, perbaiki slaid dengan panas, pastikan slaid melalui bahagian bawah api ke atas.
  2. Sarung tangan tersedia untuk prosedur pewarnaan. Meletakkan slaid pada rak pewarnaan di dalam singki, tutup slaid dengan kristal violet selama satu minit. Untuk semakan, lihat arahan untuk noda mudah.
  3. Bilas pewarna dengan berhati-hati dengan air paip dan keringkan slaid dengan tuala kertas atau kertas yang kering.
  4. Dengan kedua tangan, dapatkan mikroskop cahaya dari kabinet (sesuai dengan nombor meja anda). Ini adalah jenis mikroskop yang akan selalu kita gunakan untuk memerhatikan bekas noda.
  5. Kecuali pengajar mempunyai arahan lain yang lebih langsung berkaitan dengan mikroskop yang anda gunakan, gunakan prosedur mudah yang dijelaskan dalam prosedur operasi. Rujuk prosedur ini semasa anda mengkaji sel-sel dalam dua smear tersebut dalam langkah-langkah berikut.
  6. Letakkan slaid di atas panggung sehingga berorientasikan seperti yang digambarkan di atas. Pastikan klip di atas pentas memegang slaid dengan selamat.
  7. Mulakan pemerhatian anda dengan Bacillus cereus smear. (Lihat rajah di bawah) Apabila memerhati organisma ini dengan objektif rendaman minyak, anda akan dapati bahawa sel-selnya agak besar dan berbentuk batang (bacilli) dan biasanya dalam rantai. Catatkan pemerhatian anda pada halaman seterusnya.
  8. Ulangi prosedur ini dengan sapuan Staphylococcus epidermidis. Sel organisma ini ialah sfera (cocci) yang biasanya tersusun dalam kelompok (staphylococci) dan berpasangan.
  9. Apabila anda selesai, pastikan mikroskop disimpan dengan betul (iaitu, semua minyak dihapuskan, lensa objektif 10X di tempat, berpusat di panggung). Anda disyorkan supaya menyimpan slaid. (Untuk mengeluarkan minyak rendaman daripada calitan, letakkan beberapa keping kertas kanta pada slaid untuk menyerap minyak. Kemudian, tambahkan beberapa titik xylol pada kertas kanta. Kupas kertas, yang kini direndam dengan xylol, dari slaid. Xylol adalah mudah terbakar! Jauhkan ia daripada api!)

Rajah 3.13. Noda sederhana. Noda sederhana dari S. epidermidis dan B. bijirin. S. epidermidis (A), B. bijirin lama (B), B. bijirin muda (C)

Gunung Basah

  1. Untuk pemerhatian mikroorganisma hidup, pelbagai sampel termasuk infusi jerami disediakan. Untuk mengkaji mikroorganisma dalam bahan berair yang ada, perlu membuat pelekap basah. Prosedurnya agak mudah:
  2. Menggunakan pipet kapilari atau gelung inokulasi, ambil beberapa bahan dari sekeliling permukaan rumput dan daun dan dari bahagian bawah sampel. Letakkan setitik bahan terampai pada slaid mikroskop bersih.
  3. Dengan pencungkil gigi, sapukan lapisan vaseline yang sangat nipis pada bahagian kecil tapak tangan anda. Ambil penutup penutup bersih (sentiasa dipegang di tepi) dan kikis perlahan-lahan keempat-empat tepi di sepanjang tapak tangan anda, ambil garisan nipis vaseline di sepanjang setiap tepi.
  4. Letakkan penutup penutup terus ke titisan slaid sedemikian rupa sehingga beberapa gelembung udara terperangkap. Letakkan sekeping tuala kertas berbilang lapis kecil di atas penutup penutup dan tekan ke bawah. Buang sekeping tuala kertas ke dalam pembasmi kuman.
  5. Periksa pelekap basah dengan mikroskop cahaya anda atau mikroskop CONTRAST fasa yang disediakan oleh pengajar di stesen khas di belakang atau sisi makmal.
  6. Tanpa melepaskan penutup penutup, buangkan slaid ke dalam bekas pembasmi kuman di atas panggung. (Rujuk halaman viii untuk petunjuk pembersihan.)

Sekiranya anda belum melakukannya, Gambar 1-2 menyajikan filem jenis bentuk kehidupan yang terdapat dalam infusi jerami.

Tempoh 2

Bahan

Kultur bakteria tumbuh sama ada dalam medium cair (Heart Infusion Broth) atau pada medium yang serba guna diikuti dengan penggantungan dalam garam:

Escherichia coli - budaya muda, diinkubasi 12-15 jam

Bacillus cereus - budaya muda, diinkubasi 12-15 jam

Bacillus cereus - budaya lama, diinkubasi 2-3 hari

Rajah 3.14. Noda Gram. Gram noda spesies demonstrasi. Di bawah ini ditunjukkan tindak balas noda Gram khas dari dua spesies. E coli (A), B. bijirin lama (B), B. bijirin muda (C). Gambar sedikit lebih besar daripada yang dapat dilihat dalam mikroskop cahaya untuk meningkatkan kejelasan.

  1. Pada satu slaid kaca yang bersih, sediakan sapuan bagi tiga budaya. Pergi ke penyediaan smear jika anda memerlukan penyegar. Hanya apabila smear mempunyai kering sepenuhnya sekiranya slaid itu tetap haba.
  2. Lakukan prosedur pewarnaan Gram seperti yang dijelaskan.
  3. Seperti mana-mana noda, pemerhatian pasti dibuat dengan objektif rendaman minyak 100X. Rujuk kepada arahan mikroskop yang telah diberikan, ingat untuk memfokuskan slaid pada mulanya dengan objektif 10X, kemudian bergerak ke objektif rendaman minyak.
  4. Perlu diingat bahawa budaya muda dari B. bijirin dan E coli adalah budaya kawalan positif dan negatif masing-masing, untuk pemerhatian kemungkinan kebolehubahan gram yang lebih tua B. bijirin budaya.
  5. Dengan menggunakan rajah di bawah, rekodkan pemerhatian anda dalam buku nota anda, catatkan tindak balas Gram (positif jika ungu, negatif jika merah) dan bentuk selular. Adakah terdapat perbezaan yang dilihat antara kedua-dua budaya Bacillus cereus? Adakah kebolehubahan gram terbukti untuk budaya yang lebih tua? Ingatlah dari pengenalan kepada Eksperimen 1 bahawa kita dapat merujuk kepada budaya tua dan muda tetapi tidak boleh melakukannya untuk sel individu. (Ingatlah untuk membuang tiub dan slaid dengan betul)

Tempoh 3

Bahan

Eksperimen ini akan dilakukan di kelas.

Kultur bakteria muda tumbuh di slants Agar Infusi Jantung:

Staphylococcus epidermidis

Pseudomonas pendarfluor

Catat nombor yang tidak dikenali anda!

Rajah 3.15. Tindak balas biasa contoh strain untuk ujian. Tindak balas Gram klasik untuk Staphylococcus epidermidis (A) dan Pseudomonas pendarfluor (B). Dari ini, tentukan sama ada Gram (+) atau Gram (-). Ambil perhatian bahawa kami tidak menunjukkan yang tidak diketahui kerana ini mesti dilakukan di dalam kelas. Imej adalah lebih besar sedikit daripada apa yang boleh dilihat dalam mikroskop cahaya untuk meningkatkan kejelasan.

  1. Pada slaid kaca yang bersih, sediakan sapuan tetap haba bagi ketiga-tiga budaya, dengan mengambil perhatian bahawa budaya ini tumbuh pada medium pepejal. Oleh itu sel-sel mesti tersebar dalam setetes air ketika menyiapkan smear, kerana smear selalu merupakan suspensi sel kering. Berhati-hatilah untuk tidak membuat smear terlalu tebal! S. epidermidis dan P. pendarfluor adalah budaya kawalan positif dan negatif anda (masing-masing) untuk anda yang tidak diketahui.
  2. Lakukan prosedur pewarnaan Gram dan perhatikan tindak balas Gram dan bentuk selular. Catat keputusan anda. Isi dan serahkan huraian anda tentang unkonwn anda. Simpan slaid anda sehingga nilai yang tidak diketahui dikembalikan.

Tempoh 4

Bahan

Budaya 36-48 jam Klebsiella pneumoniae tumbuh pada sedikit EMB Agar (medium gula tinggi)

Botol dakwat India yang ditapis

Budaya 3 hari dari Mycobacterium smegmatis tumbuh pada sedikit Trypticase Soy Agar ditambah 1% gliserol

Budaya 18-24 jam daripada Micrococcus luteus (budaya kawalan negatif) yang tumbuh dalam Sup Nutrien

Botol penitis karbol fuchsin (baru dibuat), alkohol asid dan biru metilena

Noda kapsul

Rajah 3.16. Noda kapsul. Noda kapsul menggunakan dakwat India pada pembesaran 1000x. Sel-sel dari Klebsiella pneumoniaedikelilingi oleh latar belakang gelap. Kapsul adalah kawasan yang jelas di sekitar sel. Fotomikrograf sedikit diperbesar untuk kejelasan.

  1. Menggunakan budaya Klebsiella pneumoniae, Letakkan satu gelung air pada gelongsor dan emulsi di dalamnya sedikit pertumbuhan daripada budaya condong atau plat organisma yang ditetapkan. Tambahkan setetes dakwat India yang ditapis ke penggantungan sel. Ia selalunya berfungsi dengan baik untuk meletakkan titisan dakwat India bersebelahan dengan penggantungan sel pada slaid kaca.
  2. Dapatkan selimut yang bersih (tanpa cap jari, noda, kotoran, dll.) Dan bilas dengan ringan dengan garis vaselin vaseline dapat dikikis dengan lembut dari lapisan nipis yang dilekapkan pada telapak tangan. Letakkan sekeping kecil berlapis-lapis (kira-kira 1-2 cm2) tuala kertas di atas penutup penutup dan tekan ke bawah dengan kuat buang tuala kertas ke dalam pembasmi kuman.
  3. Menggunakan mikroskop cahaya biasa, fokus pada mulanya dengan objektif 10X, beralih kepada objektif 45X dan kemudian - jika perlu - objektif 100X, rendaman minyak. Sesuaikan intensiti cahaya seperti yang diperlukan dengan diafragma iris. Garis besar sel dapat dilihat di kawasan kapsul yang jelas.
  4. Sebagai alternatif, mikroskop fasa boleh digunakan. Perhatikan langkah berjaga-jaga mengenai penggunaan mikroskop ini. Pemerhatian yang sangat baik boleh dibuat dengan hanya kanta objektif 40X (yang tidak memerlukan minyak rendaman).
  5. Apabila selesai, tanpa menanggalkan penutup, buang slaid terus ke dalam pembasmi kuman. Jangan sekali-kali membuang noda kapsul dan pelekap basah yang lain dengan noda, kerana sel yang masih ada dan slaid mesti dibasmi kuman !. Catatkan pemerhatian anda di bawah.
Noda cepat asid

Rajah 3.17. Noda cepat asid. Fotomikrograf daripada Mycobacterium smegmatis (merah jambu) dan Micrococcus luteus (biru) pada pembesaran 1000x. M. smegmatis cepat asid, mengekalkan pewarna karbol fuchsin, sehingga kelihatan merah jambu. M. luteus tidak cepat asid, kehilangan karbol fuchsin semasa decolorizaiton, dan diwarnai dengan metilena biru.

  1. Sediakan sapuan campuran dua organisma seperti berikut: Letakkan setitik Micrococcus luteus budaya kuah dalam slaid. Untuk penurunan ini, tambahkan sel dari Mycobacterium smegmatis budaya. Sebarkan sel sebanyak yang anda boleh (the Mycobacterium sel cenderung berkumpul), dan menyiapkan smear seukuran nikel. Biarkan sehingga kering sepenuhnya, dan kemudian panaskan dengan baik, melewati slaid melalui api satu atau dua kali.
  2. Lakukan prosedur tahan asid (halaman 148, memerhati slaid dengan mikroskop cahaya biasa) dan rekodkan pemerhatian anda di bawah.
  3. Seperti semua bekas noda, buang slaid di dalam bekas yang sesuai.

3 - 12 Ringkasan Mikroskopi dan Pewarnaan

Pewarnaan dan melihat mikrob di bawah mikroskop sering diperlukan untuk pengenalan dan klasifikasinya. Identiti mikrob boleh membantu dalam menentukan punca penyakit atau punca kerosakan makanan. Mikroskop juga mempunyai peranan penting dalam genetik, struktur sel, biokimia dan banyak disiplin ilmu lain. Semoga pengenalan ringkas ini dapat membantu anda memahami visualisasi mikroorganisma.


Jenis-jenis mikroskop cahaya

Mikroskop medan terang paling dikenali oleh pelajar dan kemungkinan besar terdapat di dalam kelas. Bilik darjah dan makmal yang lebih lengkap mungkin mempunyai medan gelap dan / atau optik kontras fasa. Kontras perbezaan, perbezaan dan variasi modulasi Nomarski, Hoffman menghasilkan kedalaman resolusi yang besar dan kesan tiga dimensi. Mikroskop pendarfluor dan confocal ialah instrumen khusus, digunakan untuk penyelidikan, klinikal dan aplikasi industri.

Selain mikroskop kompaun, instrumen yang lebih sederhana untuk penggunaan pembesaran rendah juga terdapat di makmal. Mikroskop stereo, atau mikroskop membedah biasanya mempunyai tiub lensa mata teropong, jarak kerja yang panjang, dan pelbagai pembesaran biasanya dari 5x hingga 35 atau 40x. Sesetengah instrumen membekalkan kanta untuk pembesaran yang lebih tinggi, tetapi tiada peningkatan dalam resolusi. "Pembesaran palsu" sebegini jarang berbaloi dengan perbelanjaan.


Idea untuk membincangkan demonstrasi di dalam kelas

Molekul air mempunyai daya tarikan yang kuat antara satu sama lain, yang membolehkan molekul air saling bersatu dengan kuat. Air dan kaca mempunyai daya tarikan yang lebih kecil, dipanggil lekatan dan bukannya kohesi untuk membezakan daya antara molekul antara dua jasad yang berasingan (kaca menarik air) daripada air menarik air. Lekatan antara air dan gelas menyebabkan kenaikan kapilari dalam tiub kaca. Daya padu molekul air bertanggungjawab terhadap fenomena ketegangan permukaan.